Información

¿Qué tipo de mosca es esta?

¿Qué tipo de mosca es esta?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Encontré a este tipo en mi fregadero, pero no se fue volando cuando puse un plato en el fregadero. Resultó que estaba muerto. La parte delantera se ve exactamente como una mosca doméstica. Pero nunca había visto la parte trasera (abdomen) con este aspecto. ¿Algunas ideas?


Esta es probablemente una mosca muerta por los hongos. Entomophthora muscae (o pariente cercano) o tal vez un hongo Cordyceps. Este tipo de hongos ataca principalmente a los insectos y, a veces, los ataques se ven como el abdomen blanco e hinchado de las moscas.


(Imagen de una infección común, de bugguide.net)

También se sabe que estos hongos cambian el comportamiento de los individuos infectados, de modo que, p. Ej. trepa a las plantas altas para morir (a veces llamadas "insectos zombis"), para permitir una mejor dispersión y transmisión de las esporas de hongos. Se puede encontrar mucha información sobre las modificaciones del comportamiento de los huéspedes por hongos en Roy et al. (2006), pero pueden implicar tanto escalar a lugares expuestos como mecanismos especiales para la unión del huésped en el momento de la muerte:

En muchos casos, las interacciones finales, o finales, entre un huésped y un patógeno implican modificaciones de comportamiento complejas, como que el insecto infectado busque una posición elevada donde las corrientes de viento puedan diseminar eficazmente los conidios. La búsqueda de altura por los insectos en las últimas etapas de la infección es un fenómeno común que fue reconocido por los primeros patólogos de insectos que notaron que las larvas de lepidópteros enfermas, como Lymantria monacha (la polilla monja), infectadas con baculovirus migraron a las copas de los árboles donde murieron ( 94). Este comportamiento alterado por el hospedador se denominó "Wipfelkrankheit" o "Wipfelsucht" (que significa enfermedad de las copas de los árboles en alemán) para las enfermedades virales (41) y "enfermedad de la cumbre" para las enfermedades fúngicas (24, 57, 106).

y

Algunos hongos no producen rizoides, pero el hospedador se mantiene in situ únicamente por las estructuras del hospedador, a saber, las patas o las piezas bucales (mandíbulas o estiletes). La pose del insecto muerto es generalmente característica de la especie patógena involucrada. Por ejemplo, los saltamontes infectados con E. grylli (Figura 3a) y las moscas amarillas del estiércol infectadas con E. scatophagae (Figura 3b) buscan posiciones elevadas en pastos u otra vegetación y se aferran con fuerza (agarre mortal) con sus patas (96). Los tipúlidos infectados con especies de hongos de los géneros Eryniopsis y Entomophaga también se adhieren a los pastos con sus patas largas, a menudo colgando del agua (Figuras 5b, c).

Si realiza búsquedas de imágenes de Google en "Entomophthora fly abdomen" o "volar Cordyceps"puedes ver algunos ejemplos de infecciones. No sé sobre las especies de moscas, pero Musca domestica probablemente sea probable.

Para obtener más ejemplos e información sobre Entomophthora muscae y hongos relacionados ver:

  • Roy y col. 2006. Interacciones extrañas y finales: hongos entomopatógenos y sus huéspedes artrópodos. Revisión anual de entomología 51 (1) (pdf)

  • Control biológico: Entomophthora muscae, página web de Cornell Uni.

  • Harmon. 2012. El hongo que controla a las hormigas zombis tiene su propio acosador de hongos. Naturaleza

  • Un hongo que controla la mente convierte a los insectos en zombis (entrada en el blog)


Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster es una especie de mosca (orden taxonómico Diptera) de la familia Drosophilidae. La especie a menudo se conoce como la mosca de la fruta, aunque su nombre común es más exactamente el mosca del vinagre. Partiendo de la propuesta de Charles W. Woodworth sobre el uso de esta especie como organismo modelo, D. melanogaster continúa siendo ampliamente utilizado para la investigación biológica en genética, fisiología, patogénesis microbiana y evolución del ciclo de vida. En 2017, se habían otorgado seis premios Nobel a la investigación utilizando Drosophila. [2] [3]

D. melanogaster se utiliza típicamente en la investigación debido a su ciclo de vida rápido, genética relativamente simple con solo cuatro pares de cromosomas y gran número de descendientes por generación. [4] Originalmente era una especie africana, y todos los linajes no africanos tenían un origen común. [5] Su rango geográfico incluye todos los continentes, incluidas las islas. [6] D. melanogaster es una plaga común en hogares, restaurantes y otros lugares donde se sirven alimentos. [7]

Las moscas pertenecientes a la familia Tephritidae también se denominan "moscas de la fruta". Esto puede causar confusión, especialmente en el Mediterráneo, Australia y Sudáfrica, donde la mosca de la fruta del Mediterráneo Ceratitis capitata es una plaga económica.


los Bombyliidae son una gran familia de moscas que comprende cientos de géneros, pero los ciclos de vida de la mayoría de las especies se conocen poco o no se conocen en absoluto. Varían en tamaño desde muy pequeñas (2 mm de longitud) hasta muy grandes para las moscas (envergadura de unos 40 mm). [1] [2] Cuando están en reposo, muchas especies mantienen sus alas en un ángulo característico de "barrido hacia atrás". Los adultos generalmente se alimentan de néctar y polen, algunos son importantes polinizadores, a menudo con probóscide espectacularmente largas adaptadas a plantas como Lapeirousia especies con tubos florales muy largos y estrechos. A diferencia de las mariposas, las abejas mantienen recta la probóscide y no pueden retraerla. En partes de East Anglia, los lugareños se refieren a ellos como beewhals, gracias a sus apéndices en forma de colmillo. Muchos Bombyliidae se parecen superficialmente a las abejas y, en consecuencia, el nombre común predominante para un miembro de la familia es abeja mosca. [2] Posiblemente el parecido sea un mimetismo batesiano, que brinda a los adultos cierta protección contra los depredadores.

Los estadios larvarios son depredadores o parasitoides de los huevos y larvas de otros insectos. Las hembras adultas suelen depositar huevos en las proximidades de posibles huéspedes, con bastante frecuencia en las madrigueras de escarabajos o avispas / abejas solitarias. Aunque los parasitoides de insectos suelen ser bastante específicos del huésped, a menudo muy específicos del huésped, algunos Bombyliidae son oportunistas y atacarán a una variedad de huéspedes.

Los Bombyliidae incluyen al menos 4.500 especies descritas, y ciertamente quedan miles más por describir. Sin embargo, la mayoría de las especies no suelen aparecer en abundancia y, en comparación con otros grupos importantes de polinizadores, es mucho menos probable que visiten plantas con flores en parques urbanos o jardines suburbanos. Como resultado, esta es posiblemente una de las familias de insectos menos conocidas en relación con su riqueza de especies. La familia tiene un registro fósil irregular, con especies que se conocen en un puñado de localidades, [3] las especies más antiguas conocidas se conocen del ámbar birmano del Cretácico Medio, de alrededor de 99 millones de años. [4]

Adultos Editar

Aunque la morfología de los bichos varía en detalle, los adultos de la mayoría de las moscas de las abejas se caracterizan por algunos detalles morfológicos que facilitan el reconocimiento. Las dimensiones del cuerpo varían, según la especie, de 1,0 mm a 2,5 cm. La forma suele ser compacta y el tegumento suele estar cubierto de pelo denso y abundante. La coloración suele ser discreta y predominan colores como el marrón, gris negruzco y colores claros como el blanco o el amarillo. Muchas especies son imitadores de Hymenoptera Apoidea. En otras especies, se producen parches de pelos aplanados que pueden actuar como espejos reflectantes plateados, dorados o de cobre, estos tal vez sirvan como señales visuales en el reconocimiento de compañeros / rivales conespecíficos, o tal vez imiten partículas reflectantes de la superficie en suelos desnudos con alto contenido de materiales como cuarzo, mica o pirita.

La cabeza es redonda, con una cara convexa, a menudo holóptica en los machos. Las antenas son del tipo aristato compuesto de tres a seis segmentos, siendo el tercer segmento más grande que los otros el palpador está ausente (antena de tres segmentos) o está compuesto por uno a tres flagelómeros (antena de cuatro a seis segmentos). Las piezas bucales están modificadas para succionar y adaptadas para alimentarse de flores. La longitud varía considerablemente: por ejemplo, las Anthracinae tienen partes bucales cortas, con el labio terminando en un labelo grande y carnoso, en Bombyliinae en Phthiriinae, el tubo es considerablemente más largo y en Bombyliinae más de cuatro veces la longitud de la cabeza.

Las patas son largas y delgadas y las patas delanteras a veces son más pequeñas y más delgadas que las patas medias y traseras. Por lo general, están provistos de cerdas en el vértice de las tibias, sin empodios y, a veces, también sin pulvilli. Las alas son transparentes, a menudo hialinas o de color uniforme o con bandas. El álula está bien desarrollada y en la posición de reposo las alas se mantienen abiertas y horizontales en forma de V revelando los lados del abdomen.

El abdomen es generalmente corto y ancho, de forma subglobosa, cilíndrico o cónico, compuesto de seis a ocho oritos aparentes. Los orines restantes forman parte de la estructura de los genitales externos. El abdomen de las hembras a menudo termina con apófisis espinosas, utilizadas en ovideposición. En Anthracinae y Bombyliinae, se presenta un divertículo en el octavo urito, en el que los huevos se mezclan con arena antes de depositarse.

La nervadura del ala, aunque variable dentro de la familia, tiene unas características comunes que se pueden resumir básicamente en la particular morfología de las ramas del sector radial y la reducción de la bifurcación de la media. La costa se extiende por todo el margen y la subcosta es larga, a menudo termina en la mitad distal del margen costal. El radio casi siempre se divide en cuatro ramas, con fusión de las ramas R 2 y R 3, y se caracteriza por la sinuosidad de las porciones extremas de las ramas del sector radial. La venación presenta una marcada simplificación en comparación con otras Asiloidea y, en general, con otras Brachycera inferiores. M 1 está siempre presente y converge en el margen o, a veces, de R 5. M 2 está presente y alcanza el margen, o está ausente. M 3 siempre está ausente y se fusiona con M 4. La célula discal suele estar presente. La rama M 3 +4 está separada de la celda discal en el vértice posterior distal, por lo que el cubital medio se conecta directamente al margen posterior de la celda discal. Las venas cubital y anal están completas y terminan por separado en el margen o convergen uniéndose por una corta distancia. En consecuencia, la copa celular puede estar abierta o cerrada.

Nervadura del ala tipo 1 Bombylius

Nervadura del ala tipo 2 Ántrax

Nervadura del ala tipo 3 Usiinae

Las moscas de la familia Syrphidae a menudo también imitan a los himenópteros, y algunas especies de sírfidos son difíciles de distinguir de Bombyliidae a primera vista, especialmente para las especies de moscas abejas que carecen de una probóscide larga o patas largas y delgadas. Dichos bombílidos todavía se pueden distinguir en el campo por características anatómicas como:

- Por lo general, tienen una cara uniformemente curvada o inclinada (las moscas flotantes a menudo tienen protuberancias prominentes de la cutícula facial y / o proyecciones faciales en forma de pico a protuberancia).

- Las alas carecen de un "borde trasero falso" y, a menudo, tienen grandes áreas oscuras con límites nítidos o patrones complejos de manchas (las alas de las moscas volantes suelen ser claras o tienen gradientes suaves de tinte, y sus venas se fusionan posteriormente en un "borde falso" en lugar de que alcanzar el verdadero borde trasero del ala).

- El abdomen y el tórax casi nunca tienen grandes áreas brillantes formadas por la cutícula expuesta (las moscas flotantes a menudo tienen superficies corporales cuticulares brillantes).

Larva Editar

Las larvas de la mayoría de las moscas abejas son de dos tipos. Los del primer tipo son alargados y de forma cilíndrica y tienen un sistema traqueal metapneustico o anfipneustico, provisto de un par de espiráculos abdominales y, posiblemente, un par torácico. Los del segundo tipo son rechonchos y eucefálicos y tienen un par de espiráculos colocados en el abdomen.

Los adultos prefieren las condiciones soleadas y las zonas secas, a menudo arenosas o rocosas. Tienen alas poderosas y se encuentran típicamente en vuelo sobre flores o descansando sobre el suelo desnudo expuesto al sol (ver video) Contribuyen significativamente a la polinización cruzada de plantas, convirtiéndose en los principales polinizadores de algunas especies de plantas de ambientes desérticos. A diferencia de la mayoría de los dípteros glicófagos, las moscas de las abejas se alimentan de polen (del que satisfacen sus necesidades de proteínas). Un comportamiento trófico similar ocurre entre las moscas flotantes, otra importante familia de polinizadores Diptera.

Al igual que con las moscas flotantes, las moscas abejas son capaces de acelerar o desacelerar repentinamente, cambios de dirección a alta velocidad casi sin impulso, un excelente control de la posición mientras vuelan en el aire, así como un enfoque característicamente cauteloso de una posible alimentación o aterrizaje. sitio. Los bombílidos a menudo son reconocibles por sus formas robustas, por su comportamiento flotante y por la longitud particular de sus piezas bucales y / o patas cuando se inclinan hacia adelante en flores. A diferencia de las moscas flotantes, que se posan en la flor al igual que las abejas y otros insectos polinizadores, las especies de moscas abejas que tienen una probóscide larga generalmente se alimentan mientras continúan flotando en el aire, como las Sphingidae, o mientras tocan la flor con sus patas delanteras para estabilizarse. su posición, sin aterrizar completamente ni cesar la oscilación de las alas.

Sin embargo, las especies con trompa más corta aterrizan y caminan sobre las cabezas de las flores y pueden ser mucho más difíciles de distinguir de las moscas flotantes en el campo. Como se señaló, muchas especies de moscas abejas pasan intervalos de tiempo regulares en reposo sobre o cerca del suelo, mientras que las moscas flotantes casi nunca lo hacen. Por lo tanto, puede ser informativo observar a los individuos que se alimentan y ver si bajan o no al nivel del suelo después de unos minutos. La observación de cerca es a menudo más fácil con los individuos que se alimentan que con las moscas en el suelo, ya que estas últimas son especialmente rápidas para emprender el vuelo a la primera vista de siluetas en movimiento o sombras que se acercan.

El comportamiento de apareamiento solo se ha observado en un puñado de especies. Puede variar desde un enjambre bastante genérico o interceptación en el aire no solicitada, como es común en muchos dípteros, hasta un comportamiento de cortejo que involucra un patrón de vuelo específico del contexto y el tono del aleteo del macho, con o sin contacto repetido de la probóscide entre el macho y la hembra. [5] Los machos a menudo buscan claros más pequeños o más grandes en el suelo, presumiblemente cerca de plantas con flores o hábitats de anidación que probablemente sean atractivos para las hembras. Pueden regresar a su lugar o parche elegido después de cada sesión de alimentación o después de perseguir a otros insectos que sobrevuelan, o pueden inspeccionar su territorio elegido mientras se ciernen uno o más metros por encima del parche desnudo.

Las hembras grávidas buscan los hábitats de anidación de los huéspedes y pueden pasar muchos minutos inspeccionando, por ejemplo, las entradas de madrigueras más pequeñas en el suelo. En algunas especies, este comportamiento consiste en desplazarse y tocar el suelo repetidamente con las patas delanteras en una fracción de segundo cerca del borde de la entrada de la madriguera, presumiblemente para detectar pistas bioquímicas sobre el constructor de la madriguera, como la identidad, la antigüedad de la visita, etc. La mosca abeja puede proceder a aterrizar e insertar su abdomen posterior en el suelo, poniendo uno o más huevos en el borde o cerca de él. En nueve subfamilias, incluidas las Bombyliinae y Anthracinae que se observan con mayor frecuencia, las hembras a menudo no aterrizan en absoluto durante las inspecciones de la madriguera del anfitrión, y proceden a liberar sus huevos desde el aire con movimientos rápidos del abdomen mientras se ciernen sobre la entrada de la madriguera.

Este comportamiento notable le ha valido a tales especies el nombre coloquial de Bombardero vuela, se puede ver en el videoclip en línea de Roy Kleuker en YouTube. [6] Las moscas hembras con esta notable estrategia de oviposición suelen tener una estructura de almacenamiento ventral conocida como cámara de arena en el extremo posterior del abdomen, que está lleno de granos de arena recolectados antes de la puesta de huevos. [7] [8] Estos granos de arena se usan para cubrir cada huevo justo antes de su lanzamiento aéreo, lo que se supone que mejora el objetivo de la hembra y las posibilidades de supervivencia del huevo al agregar peso, ralentizar la deshidratación del huevo y enmascarar las señales bioquímicas que podrían desencadenar un comportamiento del huésped, como la limpieza o el abandono del nido, o una combinación de los tres.

A pesar del alto número de especies de esta familia, la biología de los juveniles de la mayoría de las especies no se conoce bien. El desarrollo postembrionario es del tipo hipermetamórfico, con larvas parasitoides o hiperparasitoides. Las excepciones son las larvas de Heterotropinae, cuya biología es similar a la de otras Asiloidea, con larvas depredadoras que no sufren hipermetamorfosis. Los hospedantes de moscas de las abejas pertenecen a diferentes órdenes de insectos, pero en su mayoría se encuentran entre las órdenes holometábulas. Entre estos se encuentran los himenópteros, en particular las superfamilias de Vespoidea y Apoidea, escarabajos, otras moscas y polillas. Larvas de algunas especies, incluidas Villa sp. se alimentan de óvulos de Orthoptera. Bombylius major Las larvas son parásitas de abejas solitarias, incluyendo Andrena. Ántrax anale es un parásito de las larvas del escarabajo tigre, y A. trifasciata es un parásito de la abeja mural. Varias especies africanas de Villa y Tiridantrax son pupas parásitas de la mosca tsé-tsé. Villa morio es un parásito de las especies benéficas de icneumónidos Banchus femoralis. Las larvas de Dipalta son parásitos de hormigas león. [9]

El comportamiento de las formas conocidas es similar al de las larvas de Nemestrinoidea: la larva de primer estadio es un planidium mientras que los otros estadios tienen un habitus parasitario. Los huevos se ponen generalmente en un futuro hospedador o en el nido donde se desarrolla el hospedador. El planidio entra en el nido y sufre cambios antes de comenzar a alimentarse.

La familia es mundial (reino paleártico, reino neártico, reino afrotropical, reino neotropical, reino de Australasia, reino de Oceanía, reino de Indonesia), pero tiene la mayor biodiversidad en climas áridos tropicales y subtropicales. En Europa, 335 especies se distribuyen en 53 géneros.


Extensión cooperativa: plagas de insectos, garrapatas y enfermedades de las plantas

Mosca de racimo

Las moscas de racimo se parecen mucho a las moscas domésticas, pero por lo general son más grandes y tienen pelos amarillentos en el tórax. Puede haber cuatro o más generaciones de moscas de racimo por temporada.

Estos insectos son parásitos de las lombrices de tierra. Cuanto más abundantes sean las lombrices de tierra, más probable es que las moscas de racimo abunden y se conviertan en una molestia. Las lombrices de tierra son más abundantes alrededor de las granjas antiguas y los lugares donde se ha amontonado o almacenado estiércol. Las poblaciones altas de lombrices de tierra son comunes en áreas con césped, buen suelo y donde la humedad es adecuada.

A fines del verano, los adultos buscan lugares protegidos para pasar el invierno, como áticos, lofts, huecos en las paredes, corteza suelta, agujeros en los árboles u otras grietas y cavidades. Según observaciones casuales, las moscas de racimo parecen sentirse atraídas por edificios de colores claros. Si el revestimiento del edificio es estrecho, entonces las moscas tienen menos oportunidades de ingresar a la estructura.

En los días cálidos a principios del invierno, o cuando los propietarios encienden la calefacción interior, las moscas se activan y se mueven hacia el calor. Aparentemente, esto sucede solo después de que se exponen a un período de temperaturas más frías. Las moscas pueden convertirse en una molestia en pleno invierno, así como en primavera y otoño, cuando el calor o la luz las atrae desde sus escondites hacia otras estancias de la casa. Durante el verano, las moscas de racimo pasan desapercibidas mientras buscan a su huésped, la lombriz de tierra.

Gestión

La mejor manera de controlar las moscas de racimo en interiores es "construirlas". Clavar madera sobre las grietas o calafatearlas con fuerza ayuda a reducir la acumulación anual de la plaga. Otro paso que puede tomar es colocar una malla sobre las rejillas de ventilación del sofito del ático. También puede utilizar la atracción de las moscas por la luz para deshacerse de las criaturas de su ático. Simplemente abra las ventanas del ático en los días soleados. El uso de una aspiradora es un medio rápido y eficaz de reducir la población de moscas de racimo en el hogar. Las trampas, como & # 8220Cluster Buster & # 8221, pueden ser efectivas cuando se usan en interiores.

Los aerosoles que contienen resmetrina o piretrinas están disponibles para su uso en el hogar. Las tiras para insectos o las tiras anti-plagas que contienen Vapona también son útiles. Asegúrese de seguir las instrucciones de la etiqueta y prestar atención a las precauciones. Use las tiras en áticos, marcos de ventanas, espacios alrededor de persianas, debajo de aleros e intersecciones de paredes. Las áreas de descanso exteriores se pueden rociar con permetrina a mediados o finales de agosto. Busque este material en la lista de ingredientes activos en las etiquetas de los productos. Tenga en cuenta que algunas formulaciones en aerosol pueden manchar el revestimiento. Muchas personas contratan el servicio de una empresa profesional de control de plagas para que aplique una barrera química en el exterior de su hogar con el fin de evitar la entrada de moscas en racimo al hogar.

En el lado positivo, las moscas de racimo no pican a las personas ni a los animales, no se sienten atraídas por la basura y son una buena indicación de que hay un suministro de lombrices de tierra no muy lejos.

Al usar pesticidas

SIEMPRE SIGA LAS INSTRUCCIONES DE LA ETIQUETA!

Unidad de manejo de plagas
Laboratorio de Investigación y Diagnóstico de Extensión Cooperativa
17 Godfrey Drive, Orono, ME 04473
1.800.287.0279 (en Maine)

La información de esta publicación se proporciona únicamente con fines educativos. No se asume ninguna responsabilidad por los problemas asociados con el uso de los productos o servicios mencionados. No se pretende respaldar productos o empresas, ni implican críticas a productos o empresas sin nombre.

Llame al 800.287.0274 (en Maine), o al 207.581.3188, para obtener información sobre publicaciones y ofertas de programas de la Extensión Cooperativa de la Universidad de Maine, o visite extension.umaine.edu.

La Universidad de Maine es un empleador de EEO / AA y no discrimina por motivos de raza, color, religión, sexo, orientación sexual, estado transgénero, expresión de género, origen nacional, estado de ciudadanía, edad, discapacidad, información genética o veterano. situación en el empleo, la educación y todos los demás programas y actividades. La siguiente persona ha sido designada para atender consultas sobre políticas de no discriminación: Sarah E. Harebo, Directora de Igualdad de Oportunidades, 101 North Stevens Hall, Universidad de Maine, Orono, ME 04469-5754, 207.581.1226, TTY 711 (Retransmisión de Maine Sistema).


¿Qué tipo de mosca es esta? - biología

El cuerno vuela Haematobia irritans irritans (Linnaeus), es una de las plagas del ganado bovino de mayor importancia económica a nivel mundial. Es un ectoparásito que se alimenta de sangre obligado y se alimenta casi exclusivamente de ganado. Solo en los Estados Unidos, cientos de millones de dólares en pérdidas se atribuyen anualmente a la mosca de los cuernos, mientras que millones adicionales se gastan anualmente en insecticidas para reducir el número de moscas de los cuernos (Kunz et al. 1991, Byford et al. 1992, Cupp et al. 1998).

Figura 1. Vista dorsal de una mosca de cuerno adulta, Haematobia irritans irritans (Linneo). Fotografía de Dan Fitzpatrick, Universidad de Florida.

Sinonimia (Volver arriba)

Conops irritans Linneo, 1758
Haematobia cornicola Williston, 1889
Haematobia serrata Robineau-Desvoidy, 1830
Lyperosia meridionalis Bezzi, 1911
Lyperosia rufifrons Bezzi, 1911

Distribución (volver al principio)

La mosca de los cuernos se introdujo en América del Norte desde Francia en 1887 (Bruce 1938). Esta plaga ahora se encuentra en las Américas, así como en Europa, Asia y las regiones no tropicales de África.

Descripción (volver al principio)

Adultos: Las moscas adultas de los cuernos tienen cuerpos de color gris parduzco o negro y son brillantes, con alas ligeramente superpuestas que se mantienen planas sobre el abdomen. El cuerpo mide de 3,5 a 5 mm de largo, o aproximadamente la mitad del tamaño de la mosca doméstica común. Musca domestica Linneo. La cabeza tiene antenas pequeñas de color rojo pardusco que apuntan hacia abajo. El tórax tiene dos franjas paralelas en la superficie dorsal, justo detrás de la cabeza. Tanto los machos como las hembras tienen partes bucales perforadoras y chupadoras y se alimentan exclusivamente de sangre.

Figura 2. Vista lateral de una mosca de cuerno adulta, Haematobia irritans irritans (Linneo). Fotografía de Dan Fitzpatrick, Universidad de Florida.

Las moscas de los cuernos se diferencian de otra plaga importante del ganado, la mosca del establo (Stomoxys calcitrans (Linneo)), de varias formas. Aunque ambas moscas tienen una probóscide penetrante, las moscas de los cuernos tienen palpos maxilares más largos en relación con la probóscide. Las moscas de los cuernos también son más pequeñas (5 mm de longitud) y no tienen patrones importantes en el lado dorsal (posterior) de su abdomen, mientras que las moscas de los establos miden de 7 a 8 mm de largo y tienen una apariencia de tablero de ajedrez en la parte superior del abdomen. Las moscas de los cuernos también deben poner huevos en estiércol fresco no perturbado, mientras que las moscas de los establos rara vez ponen huevos en estiércol fresco, optando más bien por mezclas de estiércol y paja, pienso y paja empapados en orina, vertederos de desechos, montones de recortes de hierba y alimentación con balas de heno redondas. sitios.

Figura 3. Vistas laterales de la mosca del cuerno, Haematobia irritans irritans (Linneo) (arriba) y mosca estable, Stomoxys calcitrans (Linneo) (abajo). Los palpos maxilares de la mosca de los cuernos son casi tan largos como su probóscide, mientras que los palpos de la mosca del establo son considerablemente más cortos que su probóscide. Fotografías de Dan Fitzpatrick (mosca del cuerno), Jerry Butler (mosca del establo), Universidad de Florida.

Huevos: Los huevos de la mosca de los cuernos son de color tostado, amarillo o blanco cuando se ponen por primera vez y luego se oscurecen a un color marrón rojizo antes de la eclosión. Los huevos son ovalados y cóncavos por un lado y convexos por el otro, y miden aproximadamente 1,2 mm de largo.

Figura 4. Huevo (abajo) y larva del tercer estadio (arriba - cabeza a la izquierda) de una mosca de los cuernos, Haematobia irritans irritans (Linneo). Fotografía de Dan Fitzpatrick, Universidad de Florida.

Larvas: Los gusanos recién nacidos son blancos y miden aproximadamente 1,5 mm de largo con una cabeza delgada y puntiaguda. Los espiráculos, o aberturas para respirar, aparecen como hendiduras negras al final del abdomen.

Figura 5. Las placas espiraculares de una larva de tercer estadio (arriba) y una pupa (abajo) de la mosca del cuerno, Haematobia irritans irritans (Linneo). Fotografía de Dan Fitzpatrick, Universidad de Florida.

Pupas: Las pupas miden de 3 a 4 mm de largo y son blancas al principio, la cubierta exterior de la pupa se esclerotiza o endurece y se vuelve marrón rojizo oscuro durante varias horas.

Figura 6. Cajas de pupas vacías de la mosca del cuerno, Haematobia irritans irritans (Linneo). Vea un orificio de emergencia para adultos en la parte superior izquierda. Fotografía de Dan Fitzpatrick, Universidad de Florida.

Ciclo de vida (volver al principio)

El estiércol de ganado es el hábitat necesario para el desarrollo de las larvas, y los adultos se alimentan principalmente del ganado, y las hembras dejan a su huésped sólo el tiempo suficiente para poner huevos en el estiércol fresco. Los huevos eclosionan entre uno y dos días después de la puesta (Foil y Hogsette 1994). Al alimentarse del estiércol fresco, las larvas se desarrollan a través de tres estadios en cuatro a ocho días antes de alcanzar un tamaño maduro de 6.5 a 7.5 mm (Lysyk 1991, 1992). La pupación normalmente requiere de seis a ocho días para una maduración completa (Foil y Hogsette 1994). El tiempo necesario para completar el ciclo de vida de una mosca de los cuernos es de entre 10 y 20 días, dependiendo de la temperatura y la época del año (Campbell 2006).

Cuando el adulto emerge de la pupa, se necesitan aproximadamente tres días para completar la maduración de los órganos reproductores que permiten la producción de huevos. Las moscas adultas comienzan a aparearse de tres a cinco días después de la emergencia y las hembras adultas comienzan a poner huevos de tres a ocho días después de la emergencia. Una mosca del cuerno hembra oviposita, o pone, un promedio de 78 huevos durante su vida adulta de aproximadamente seis a siete días, pero puede poner hasta 100-200 huevos (Krafsur y Ernst 1986). Las moscas de los cuernos machos y hembras se alimentan solo de sangre durante su etapa adulta, mientras que otras moscas que se alimentan de sangre, como la mosca de los establos, consumen néctar.

Aunque las moscas de los cuernos típicamente diapausan, o hibernan, como pupas durante el invierno en la mayoría de las áreas subtropicales y templadas (Mendes y Linhares 1999), las poblaciones de moscas de los cuernos son una molestia durante todo el año para el ganado en el sureste de los Estados Unidos, con poblaciones comparativamente más bajas en los Estados Unidos. invierno (Koehler et al. 2005). Las poblaciones de moscas alcanzan su punto máximo a principios del verano y luego disminuyen a medida que el clima se vuelve cálido y seco. En otoño, las poblaciones suelen volver a aumentar a medida que bajan las temperaturas y aumentan las precipitaciones, volviendo a caer después de septiembre u octubre, a medida que las temperaturas de finales de otoño y principios de invierno se imponen (Baldwin et al. 2005).

Anfitriones (volver al principio)

Las moscas de los cuernos recibieron este nombre debido a su hábito de agruparse alrededor de los cuernos del ganado, aunque por lo general prefieren posarse en el lomo del ganado durante las horas más frescas del día y en el vientre durante las horas más calurosas del día. Se sabe que se alimentan de caballos, perros, cerdos y, a veces, humanos. Sin embargo, tienen una estrecha asociación bien documentada con el ganado y, por lo general, permanecen en el ganado o cerca de él durante todo su ciclo de vida.

Importancia económica (volver arriba)

La mosca de los cuernos se considera una de las plagas económicamente más devastadoras de la industria del ganado de carne en los Estados Unidos (Byford et al. 1992). Causa pérdidas anuales de entre US $ 700 millones y $ 1 mil millones, mientras que se gastan anualmente US $ 60 millones adicionales en insecticidas para controlar la infestación (Kunz et al. 1991, Byford et al. 1992, Cupp et al. 1998).

Debido al comportamiento de alimentación de la mosca de los cuernos y al gran número de moscas presentes en los animales, el ganado gasta un gran grado de energía en el comportamiento defensivo. Esto da como resultado una frecuencia cardíaca y respiratoria elevada, una reducción del tiempo de pastoreo, una disminución de la eficiencia de la alimentación y una reducción de la producción de leche en las vacas, lo que puede resultar en una disminución del peso al destete (Byford et al. 1992). La alimentación extensiva de la mosca de los cuernos también puede dañar gravemente la piel del ganado, lo que da como resultado una piel de peor calidad (Pruett et al. 2003).

Las moscas de los cuernos se reportan comúnmente en el ganado de carne en grandes cantidades, con miles de moscas en animales individuales. Aunque el tamaño promedio de la comida es de solo 1,5 mg, o 10 & microL, de sangre por comida (Kuramochi y Nishijima 1980), cada mosca toma entre 24 y 38 comidas de sangre por día (Foil y Hogsette 1994). Por lo tanto, la gran cantidad de moscas que infestan a un animal, así como la cantidad de comidas de sangre que cada mosca toma diariamente, puede resultar en una pérdida sustancial de sangre (Harris et al. 1974).

Figura 7. Una nube de moscas de cuerno (las numerosas motas blancas), Haematobia irritans irritans (Linneo), alimentándose de vacas. Fotografía de Lane Foil, Universidad Estatal de Louisiana.

La mosca de los cuernos también es un vector de varios patógenos. Un nematodo filarial, Stephanofilaria stilesi Chitwood, causa estefanofilariasis, una dermatitis caracterizada por áreas de piel con costras en la parte inferior del ganado. Se encuentra típicamente en el ganado del oeste y suroeste de los Estados Unidos y Canadá, S. stilesi puede afectar hasta del 80 al 90% de una manada (Hibler 1966). Sin embargo, no se han informado pérdidas de producción asociadas a este nematodo u otras reacciones adversas en el ganado.

Las moscas de los cuernos también pueden vectorizar varios Estafilococo spp. bacterias, que causan mastitis o infección de los pezones en las vacas lecheras, particularmente en los meses de verano (Owens et al. 1998, Gillespie et al. 1999). Además del daño que causan en los pezones, las moscas que se alimentan pueden introducir la bacteria en heridas abiertas, causando una infección significativa (Edwards et al. 2000). Los productores de ganado pueden reducir los casos de mastitis controlando el número de moscas de los cuernos (Nickerson et al. 1995, Edwards et al. 2000).

Gestión (volver al principio)

Se han establecido umbrales estáticos, basados ​​en el número de moscas de los cuernos por animal, para determinar si la implementación del manejo de moscas es económicamente necesaria. Los terneros y el ganado lechero no pueden soportar un gran número de moscas sin sufrir daños mensurables. Se considera que más de 50 moscas por vaca lechera lactante son de importancia económica. Las vacas para carne pueden tolerar más de 200 moscas por animal, mientras que los toros pueden tolerar la mayor cantidad de moscas de los cuernos (Schreiber et al. 1987, Hogsette et al. 1991).

Control químico: Los crotales impregnados con insecticida se convirtieron en un método popular y eficaz para el manejo de las poblaciones de moscas de los cuernos, debido a la llegada de pesticidas piretroides y organofosforados de bajo costo y alta persistencia (Szalanski et al. 1991). En los rebaños afectados por la mosca de los cuernos, las novillas con marcas en las orejas ganaron hasta un 50% más de peso por día que las novillas de control sin marcar (Sanson et al. 2003). Más recientemente, se utilizan cada vez más los insecticidas formulados para verter. Though insecticide technology has been largely, if not exclusively, relied upon for managing horn flies, resistance to many of the insecticides has been widely reported and demonstrated to occur through several known mechanisms, including target site insensitivity and thorough metabolic detoxification of insecticides (Szalanski et al. 1991). Therefore, use of an integrated pest management approach that utilizes several methods in tandem, will allow cattle producers to more effectively reduce adult and larval horn fly populations. A rotation of chemicals with different active ingredients and different application techniques is considered the best approach to managing this fly.

The use of backrubbers and dustbags, which physically apply insecticides to cattle when they brush up against them, can aid control efforts when they are placed in locations where the cattle are forced to brush against them. When insecticide is reapplied to the backrubbers and dustbugs every two to three weeks, they are reasonably effective for managing horn flies (Baldwin et al. 2005).

Feed-through applications, where certain pesticides are mixed into cattle feed, result in the chemical passing through the cattle's digestive tract and hence into the manure. Endectocides also have gained popularity with cattle farmers in recent years under a variety of trade names. These pesticides are injected or topically applied to and absorbed by cattle and are excreted unaltered in the manure. The pesticide remains in the dung and can significantly reduce immature horn fly numbers for up to two months after application (Miller et al. 1981, Lysyk and Colwell 1996, Floate et al. 2001). Another approach to this technique, the bolus, provides several weeks worth of control from a single treatment. Boluses are essentially long-lasting pills that are deposited into the animal's stomach, where they slowly release the insecticide into the manure. Both of these techniques kill only the immature stages of the horn fly and do not affect the adult flies feeding on the animals. Therefore, because the adult flies are not killed, and because new adult flies may emigrate from nearby untreated herds, feed-throughs are not considered cure-all treatments (Baldwin et al. 2005).

Biological insecticides also have gained popularity as alternatives to pyrethroid or organophosphate pesticides. Bacillus thurigiensis Berliner (Bt), a well-known bacterium used as a biological insecticide, is effective against a range of insect pests. Although there are no products for horn fly control on the market containing Bt, recent research has indicated that several strains of Bt are highly toxic to horn fly larvae (Lysyk et al. 2010).

Mechanical control: An old, and perhaps effective, non-chemical control tactic that has been critically evaluated in recent years is the walk-through horn fly trap. These traps utilize the horn fly's reluctance to enter a darkened building to remove the flies from the animals and then trap or kill the flies with sticky traps or electrocution as they leave the animals. More modern designs of this technique are reported to provide up to an 85% reduction of fly numbers (Watson et al. 2002).

Figura 8. Cow using walkthrough fly trap to remove horn flies, Haematobia irritans irritans (Linneo). Photograph by Phillip Kaufman, University of Florida.

Control biológico: A number of natural predators, parasitoids and competitors have been examined as agents for suppression of horn fly numbers. Dung beetles of the family Scarabaeidae, as well as other predaceous beetles of the families Staphylinidae and Histeridae, are important natural predators of larval horn flies in the manure (Hu and Frank 1996, Oyarzún et al. 2008). Interestingly, the red imported fire ant, Solenopsis invicta Buren, also reduces immature horn fly numbers in cattle dung pats as well through predator activity (Summerlin et al. 1984), but may cause additional problems by killing the other predators and by stinging the cattle, particularly calves (Hu and Frank 1996).

Figura 9. Onthophagous gazella Fabricius, a common scarab beetle in Florida, on a cattle dung pat. This and other dung beetles bury large portions of the manure and accelerate manure drying, creating competition for the larvae of the horn fly, Haematobia irritans irritans (Linnaeus), that live in the pat. Photograph by Phillip Kaufman, University of Florida.

Parasitoid wasps of the families Pteromalidae and Chalcididae, which are not pests of people but naturally attack horn flies, have been assessed as potential control agents for use against horn flies in the United States (Geden et al. 2006). These wasps, including Spalangia y Muscidifurax spp., lay their eggs in fly pupae, and the wasps' offspring feed internally on the fly and eventually kill it. To date, horn fly control has not been accomplished solely using naturally-occurring or augmentative biological control, principally due to the widely distributed cattle dung pats (and therefore horn fly pupae) and difficulty in getting released wasps to these sites. Cattle producers are encouraged to protect these natural enemies of the horn fly, as without them, populations would assuredly be much higher.

Figura 10. Spalangia sp. wasp parasite probing on a fly puparia. A female stings a pupa, lays a single egg, and the wasp larva feeds on and kills the pupating fly. Fotografía de Jerry Butler, Universidad de Florida.

Referencias seleccionadas (volver al principio)

  • Baldwin JL, Foil LD, Hogsette JA. (May 2005). Important fly pests of Louisiana beef cattle. LSUAgCenter. (14 April 2020)
  • Bruce WG. 1938. A practical trap for the control of horn flies on cattle. Journal of the Kansas Entomological Society 11: 88-93.
  • Byford RL, Craig ME, Crosby BL. 1992. A review of ectoparasites and their effect on cattle production. Journal of Animal Science 70: 597-602.
  • Campbell JB. 1993. Horn fly control on cattle. University of Nebraska-Lincoln Extension Publication. (14 April 2020)
  • Cupp EW, Cupp MS, Ribeiro JMC, Kunz SE. 1998. Bloodfeeding strategy of Haematobia irritans (Diptera: Muscidae). Journal of Medical Entomology 35: 591-595.
  • Edwards JF, Wikse SE, Field RW, Hoelscher CC, Herd DB. 2000. Bovine teat atresia associated with horn fly (Haematobia irritans irritans (L))-induced dermatitis, Veterinary Pathology 37: 360-364.
  • Floate KD, Spooner RW, Colwell DD. 2001. Larvicidal activity of endectocides against pest flies in the dung of treated cattle. Medical and Veterinary Entomology 15: 117-120.
  • Foil LD, Hogsette JA. 1994. Biology and control of tabanids, stable flies and horn flies. Revue Scientifique et Technique 13: 1125-1158.
  • Geden CJ, Moon RD, Butler JF. 2006. Host ranges of six solitary filth fly parasitoids (Hymenoptera: Pteromalidae, Chalcididae) from Florida, Eurasia, Morocco, and Brazil. Environmental Entomology 35: 405-412.
  • Gillespie BE, Owens WE, Nickerson SC, Oliver SP. 1999. Deoxyribonucleic acid fingerprinting of Staphylococcus aureus from heifer mammary secretions and from horn flies. Journal of Dairy Science 82: 1581-1585.
  • Harris RL, Miller JA, Frazar ED. 1974. Horn flies and stable flies: feeding activity. Annals of the Entomological Society of America 67: 891-894.
  • Haufe WO. 1982. Growth of range cattle protected from horn flies Haematobia irritans by ear tags impregnated with fenvalerate. Canadian Journal of Animal Science 62: 567-573.
  • Hibler CP. 1966. Development of Stephanofilaria stilesi in horn fly. Journal of Parasitology 52: 890-898.
  • Hogsette JA, Prichard DL, Ruff JP. 1991. Economic effects of horn fly (Diptera: Muscidae) populations on beef cattle exposed to three pesticide treatment regimes. Journal of Economic Entomology 84: 1270-1274.
  • Hu GY, Frank JH. 1996. Effect of the red imported fire ant (Hymenoptera: Formicidae) on dung-inhabiting arthropods in Florida. Environmental Entomology 25: 1290-1296.
  • Kerlin RL, Allingham PG. 1992. Acquired immune response of cattle exposed to buffalo fly (Haematobia irritans exigua). Veterinary Parasitology 43: 115-129.
  • Koehler, PG, Butler JF, Kaufman PE. (December 2005). Horn flies. EDIS. (no longer available online).
  • Krafsur ES, Ernst CM. 1986. Phenology of horn fly populations (Diptera: Muscidae) in Iowa, USA. Journal of Medical Entomology 23: 188-195.
  • Kuramochi K, Nishijima Y. 1980. Measurement of the meal size of the horn fly, Haematobia irritans (L.) (Diptera: Muscidae), by the use of amaranth. Applied Entomological Zoology 15: 262-269.
  • Lysyk TJ. 1991. Use of life-history parameters to improve a rearing method for horn fly, Haematobia irritans irritans (L) (Diptera, Muscidae), on bovine hosts. Canadian Entomologist 123: 1199-1207.
  • Lysyk TJ. 1992. Effect of larval rearing temperature and maternal photoperiod on diapause in the horn fly (Diptera, Muscidae). Environmental Entomology 21: 1134-1138.
  • Lysyk TJ, Colwell DD. 1996. Duration of efficacy of diazinon ear tags and ivermectin pour-on for control of horn fly (Diptera: Muscidae). Journal of Economic Entomology 89: 1513-1520.
  • Lysyk TJ, Kalischuk-Tymensen LD, Rochon K, Selinger LB. 2010. Activity of bacilo turingiensico isolates against immature horn fly and stable fly (Diptera: Muscidae). Journal of Economic Entomology 103: 1019-1029.
  • Mendes J, Linhares AX. 1999. Diapause, pupation sites and parasitism of the horn fly, Haematobia irritans, in south-eastern Brazil. Medical and Veterinary Entomology 13: 180-185.
  • Miller JA, Kunz SE, Oehler DD, Miller RW. 1981. Larvicidal activity of Merck MK-933, an avermectin, against the horn fly, stable fly, face fly, and house fly. Journal of Economic Entomology 74: 608-611.
  • Nickerson SC, Owens WE, Boddie RL. 1995. Mastitis in dairy heifers - initial studies on prevalence and control, Journal of Dairy Science 78: 1607-1618.
  • Owens WE, Oliver SP, Gillespie BE, Ray CH, Nickerson SC. 1998. Role of horn flies (Haematobia irritans) en Staphylococcus aureus-induced mastitis in dairy heifers. American Journal of Veterinary Research 59: 1122-1124.
  • Oyarzún, MP, Quiroz A, Birkett MA. 2008. Insecticide resistance in the horn fly: alternative control strategies. Medical and Veterinary Entomology 22: 188-202.
  • Pruett JH, Steelman CD, Miller JA, Pound JM, George JE. 2003. Distribution of horn flies on individual cows as a percentage of the total horn fly population. Veterinary Parasitology 116: 251-258.
  • Sanson DW, DeRosa AA, Oremus GR, Foil LD. 2003. Effect of horn fly and internal parasite control on growth of beef heifers. Veterinary Parasitology 117: 291-300.
  • Schreiber ET, Campbell JB, Kunz SE, Clanton DC, Hudson DB. 1987. Effects of horn fly (Diptera: Muscidae) control on cows and gastrointestinal worm (Nematode: Trichostrongylidae) treatment for calves on cow and calf weight gains. Journal of Economic Entomology 80: 451-454.
  • Summerlin JW, Petersen HD, Harris RL. 1984. Red imported fire ant (Hymenoptera: Formicidae): effects on the horn fly (Diptera: Muscidae) and coprophagous scarabs. Environmental Entomology 13: 1405-1410.
  • Szalanski, AL, Black WC, Broce AB. 1991. Esterase staining activity in pyrethroid-resistant horn flies (Diptera: Muscidae). Journal of the Kansas Entomological Society 68: 303-312.
  • Watson DW, Stringham SM, Denning SS, Washburn SP, Poore MH, Meier A. 2002. Managing the horn fly (Diptera: Muscidae) using an electric walk-through fly trap. Journal of Economic Entomology 95: 1113-1118.

Diseño web: Don Wasik, Jane Medley
Publication Number: EENY-490
Publication Date: April 2011. Reviewed: April 2020.


What kind of fly is this? - biología

NOTA: Also consult the grading rubric when writing your paper. If the rubric contradicts any of the guidelines presented on this page, the rubric takes precedence over this page.

The text should be double-spaced. Information in tables and the Literature Cited can be single-spaced.

NOTE that you are not writing all of the sections of a primary literature paper. For example, you will NOT write an Introduction or a Materials and Methods sections. However, to help you better understand how your paper should sound, please follow this link to a sample Materials and Methods section. Read this document and try to mimic its quality and tone while writing the required sections for your paper.

Watch plagiarism: copying someone else's words, even if you reference their work, is ilegal. You must put everything into your own words, and then if those ideas that you are describing are someone else's, you also must cite the reference from which those ideas came. Do not quote someone's words as you might do in a history or literature paper scientists don't do that in standard research papers.

Consult the Communication in Biological Sciences website for two methods of citing references, choose one of those two, and consistently and correctly use them throughout your paper.

However, YOU should read through both the initial and final drafts of your paper before handing them in. Critiquing your own work is very difficult, but it is a skill that will serve you well no matter what you end up doing.

Keep in mind that the writing and flow of your paper is important. Simply stringing together all of the items listed below for each section is NOT ENOUGH.


What kind of fly is this? - biología

This is the fly that really gets up your nose in the middle of winter. there you are sat in your conservatory on a beautiful sunny day in early January..the sun is really quite warm under the glass. when to your horror you notice that there are numerous flies walking around the panes which make up the roof of the conservatory. "can't be" you say to your self, it's winter. Well sorry folks but it can be and it's Cluster fly.

Biología:
These insects, sometimes called "attic flies", often become pests in homes. They usually appear in late fall or early winter and again on warm, sunny days in early spring. They buzz around the home and gather in large numbers at windows, often in rooms that are not regularly used. The cluster fly is a little larger than the common housefly and moves sluggishly.

It can be recognised by the short, golden coloured hairs on its thorax, the part of the body to which the legs and wings are attached. The larvae, or maggots, of cluster flies develop as parasites in the bodies of earthworms. The adult flies emerge in late summer and early autumn and seek protected places to spend the winter. In many cases, this is within the walls, attics and basements of homes.

A pair of Cluster Flies

Insect screens on windows offer no protection from the flies because they crawl in the home through small openings in the walls of the building. These same overwintering flies get into rooms during the winter and spring months entering through window pulley holes, around the baseboards and through other small openings in walls.

Tratamiento:
As these type of flies tend to overwinter in roof-spaces, a good treatment is to release insecticidal smoke generators into the roof space. As the smoke settles a very thin film of insecticidal dust covers all the surfaces and when the fly cleans itself it ingests the insecticide and dies. Depending on the size of the roof-space depends on the number of generators used. Safety aspects should be observed

1. Ring the Fire Brigade . there will always be some passer-by who will see smoke coming out of your roof slates and will report the fact without asking you first. if a fire engine turns up for no reason you will be charged for the false call-out.
2. Always
sit the smoke generators on a slate or a tin lid or something which is fire proof. We don't want to tell the fire brigade not to come and then end up having to call them anyway.
3.
If you are using more than one generator, make sure that you ignite the ones furthest from the roof access first you don't want to breathe the smoke which is emitted. and you want to be able to see your way back to the roof access . REMEBER SAFETY AT ALL TIMES.

As well as the smoke treatment, there other treatments which will help. Again these must be carried out with a total regard for safety. people tend to forget that when they use fly spray they should work their way out of the room, leaving that room for a least an hour to allow the fine droplets to sink to the floor. Experiments have shown that droplets will hang in the air for at least 45 minutes, leaving 15 minutes as an added safety factor. The same applies if you use dusting powders, which are very fine, like talcum powder, and will also hang in the air. You must remember that if spray kills flies, then it isn't going to be particularly healthy if you breathe it. IF YOU HAVE LUNG COMPLAINTS OR PROBLEMS LIKE ASTHMA THEN DON'T HANDLE OR USE INSECTICIDES IN WHATEVER FORMS.

1. You can treat the glass windows in your conservatory or whatever, but no matter what anyone tells you there will be a slight smear effect, even with the cleanest of insecticides. What you can do is to spray the frames only which will sometimes be enough.
2. If you have sash windows. you know those windows which slide up and down and have pulley wheels at the top. well this is a favourite access point for the flies as they come out of the cavity wall. Treat these types of places with dusting powder. DON'T FORGET TO WEAR A MASK. and leave the treated room for at least an hour.
3. If your house has South facing external walls which are painted white, or are very light coloured, you will probably find that a lot of flies will bask on these walls as the light colour will reflect the heat nicely and insects need heat to be really active. You can treat these walls with an insecticide as well but realistically you would need a gallon sprayer to do the job. This would also cut down on the problems experienced in the house. BUT REMEMBER. if you spray insecticides externally not only will you kill the flies, but none target species as well.
4. If the problem is bad then you should really employ a pest control company. Here again you need to be careful, don't let them talk you into a contract for 94 visits a year. a little exaggeration. usually a problem site can be kept under control with 4 visits per annum and at the most 6.
5. If you are unsure then go back to the main fly page and email me. please ensure that you provide as much information as you can.

Back to main fly page


Flesh Flies

Adult flesh flies are rarely problems as disease carriers, and pose little threat to human or livestock health. These pests eat nasty stuff, but they do not bite people.

Larvae and Disease

Flesh fly larvae have been known to burrow from wounds into the healthy flesh of livestock. Some species can cause intestinal infections in humans who consume food contaminated with flesh fly larvae. The pests can transmit organisms they pick up at their unsanitary feeding sites. Some examples of diseases transmitted by flesh flies include:

The presence of this pest and their preferred sources of food can add to the time and efforts that must be directed to removing decaying matter from the homeowner&rsquos property.

Signs Of Infestation

If flies are developing inside, you may see a large number of them suddenly appear. When pests such as rodents, birds, or other wildlife infest homes and die in wall voids or attics, odors and the appearance of flesh flies are often the first signs of a problem.

How Do I Get Rid of Flesh Flies?

Flesh fly prevention and control comprises both exterior and, if necessary, interior procedures. The first step in a control program is to contact your pest management professional for assistance. Your pest management professional will positively identify the offending pest, conduct an inspection and then develop an integrated pest management plan (IPM) to resolve the problem. The key components of a flesh fly IPM plan include:

  • Identificación: Since not all flies have the same behavior and habitat, it is important to correctly identify the offending insect so that an effective and efficient IPM program can be put into place.
  • Inspection: Your pest management professional&rsquos inspection will provide the information and observations needed to develop the proper IPM plan.
  • Saneamiento: Keep the property clean and get rid of all sources that provide flesh flies a suitable development habitat.
  • Exclusión: Seal and repair screens, holes, gaps, and any other entryway that flesh flies may use to enter the home.
  • Traps: Illuminate traps to attract and capture flies.
  • Baits: Using chemical products to treat fly resting places, using chemical fly baits and using aerosol products.

Behavior, Diet, & Habit

These pests are sometimes among the first insects to arrive at a dead animal carcass and are similar to blow flies in biology and habits. Also, forensic investigators may use the development of flesh fly larvae in a carcass or corpse to help determine time of death.

¿Que comen?

These materials attract flesh flies and provide the ideal food source for the pests as well as a place to lay their eggs:

  • Carrion
  • Decaying feces
  • Organic waste
  • Blow fly larvae larvae
  • Grasshopper nymphs

Not commonly found in the home, flesh flies frequently infest industrial buildings like meat processing and packing facilities. Adult flesh flies don't bite humans, but they do feed on liquid substances, and may infest wounds, carrion, and excrement.

Geographic Range

Flesh flies are worldwide in distribution and are found in most regions of the United States.

Life Cycle

While the life cycle of flesh flies varies by species and location, generally the flies overwinter in their pupal stage within temperate climates and emerge as adults in the spring. Soon after becoming adults, they mate and the female flesh fly may lay eggs. More likely she will deposit 20-40 larvae that have hatched within her body which she directly lays on the carrion, feces, or rotting plant materials. A single female can produce hundreds of eggs during her lifetime.

Flesh fly larvae feed for 3 or 4 days and become pupae that burrow into nearby soil. After about 10 to 15 days, they will emerge as adults. Flesh flies go through several generations each year. Depending on the species, eggs may hatch within 24 hours and the entire life cycle of the fly may be completed within 1-2 weeks.


Why fruit flies are so crucial to research

The world around us is full of amazing creatures. My favorite is an animal the size of a pinhead, that can fly and land on the ceiling, that stages an elaborate (if not beautiful) courtship ritual, that can learn and remember… I am talking about the humble fruit fly, Drosophila melanogaster. By day, a tiny bug content to live on our food scraps. By night, the superhero that contributes to saving millions of human lives as one of the key model systems of modern biomedical research.

Fruit flies entered the laboratory almost through the back window a little more than 100 years ago. The excitement was still fresh after rediscovery of Gregor Mendel’s work on the genetics of peas in 1900. It was an outlandish notion at the time that Mendel’s simple laws of inheritance could apply even to animals. To test this revolutionary idea, scientists were looking for an animal they could keep easily in the lab and reproduce in large numbers.

Thomas Hunt Morgan struck gold when he decided to use the fruit fly as a model. He and his students pushed this prolific little animal to great success. They furthered Mendel’s work to discover that genes are located on chromosomes, where they are arranged, in Morgan’s words, like “beads on a string” – a breakthrough that was recognized with the Nobel prize in 1933. With the success of Morgan’s “flyroom,” the humble fruit fly was set on its way to becoming one of the leading models in modern biology, contributing vast amounts of knowledge to many areas – including genetics, embryology, cell biology, neuroscience. Additional fly Nobel prizes were awarded in 1946, 1995, 2006 and 2011.

A tiny fly stands in for us in basic research

If you ask a geneticist, humans are brothers to mice and just first cousins to flies, sharing 99% and 60% of protein-coding genes, respectively. Our anatomy and physiology are also related, so that we can use these laboratory animals to design powerful experiments, hoping what we find will be of significance to animals and humans alike. It’s undeniable that the research on animal models – such as nematodes, flies, fish and mice – has contributed immensely to what we know about our own body and as a result is helping us tackle the diseases that plague us. On this front, the services of the fruit fly will certainly be required for some time to come.

A recent renaissance in neuroscience is also bringing the fly to the forefront of our efforts to understand the brain. One of the things we least understand is how our own brain produces our emotions and behavior. Scientists are naturally attracted by the unknown, making this one of the most exciting open frontiers in biology. Perhaps, our brain, the ultimate Narcissus, cannot resist the temptation to study itself. Can the humble fly really contribute to our understanding of how our own brain works?

The fruit fly brain is a miracle of miniaturization. It deals with an incredible flow of sensory information: an obstacle approaching, the enticing smell of overripe banana, a hot windowsill to stay away from, a sexy potential mate. And it does this literally on-the-fly, as the little marvel is computing suitable trajectories around the room. Yet the fly brain is composed of only about 100,000 neurons (compared with nearly 100 billion for human beings) and can fit easily through the eye of the finest needle.

The relatively small number of cells is a key advantage for brain mapping, and large efforts are under way to label, trace and catalog every single neuron in the fly brain. Combine this with the unique wealth of information on the genetics of this little animal, and you will see how we are now able to design incredibly powerful experiments in which we alter the “software” (that is, introduce specific changes in the genome) to create animals with unique and predictable changes in the “hardware” (the brain circuits) to ask questions about brain function.

Following this playbook are recent experiments demonstrating, for example:

  • how sleep enhances memory formation (yes, even in flies!)
  • how a few sexually dimorphic neurons in the male fly brain promote male-vs-male fights
  • how specific ‘moonwalker’ neurons in the brain control backward walking
  • how the brain processes simple hot and cold stimuli to keep this little animal away from danger (my own area of research)
  • y muchos más.

Of course, we can do these kinds of experiments in a number of animal models. But the unique advantage of the fly is that we can pinpoint every single neuron that’s important for a particular response or behavior, precisely map how they connect to each other and silence or activate each one to figure out how the whole thing works.

Don’t forget the flies

Just a few weeks back, Chicago hosted the Genetics Society of America’s annual “fly meeting,” bringing together thousands of fly scientists from around the world. One of the topics discussed was that, in this tough economic climate, funding cuts to public agencies are disproportionately hurting research on fruit flies in favor of more “translational” approaches – that is, research that has more immediate practical applications.

It’s worth remembering that neither Mendel nor Morgan expected that their work could have a direct impact on medicine. Yet when, hopefully soon, we manage to “cure” cancer – a genetic disease par excellence – they should be among the very first people receiving a thank you note from humanity.

Flies still have a lot to contribute to our understanding of all aspects of biology. As with much basic research, the direct benefits from this work may be around the corner, or may take a little longer to find. It would be a big mistake to curb fruit fly research now that the flies are just getting warmed up to tackle some of the most interesting questions in biology.

Este artículo se publicó originalmente en The Conversation. Publication does not imply endorsement of views by the World Economic Forum.

Author: Marco Gallio is an Assistant Professor of Neurobiology at Northwestern University.

Image: Flies are seen at Jakarta’s main garbage dump at Bantar Gebang district. REUTERS/Beawiharta.


Blow flies may be the answer to monitoring environment in a non-invasive manner

INDIANAPOLIS -- They say you are what you eat that’s the case for every living thing, whether it’s humans, animals, insects, or plants, thanks to stable isotopes found within.

Now a new study explores these stable isotopes in blow flies as a non-invasive way to monitor the environment through changes in animals in the ecosystem. The work by IUPUI researchers Christine Picard, William Gilhooly III, and Charity Owings, was published April 14 in PLOS ONE.

A postdoctoral researcher at the University of Tennessee-Knoxville, Owings was a Ph.D. student at IUPUI at the time of the study.

“Blow flies are found on all continents, with the exception of Antarctica. Therefore, blow flies are effectively sentinels of animal response to climate change in almost any location in the world,” said Gilhooly, who said the disruptions of climate change has increased the need to find new ways to monitor animals’ environments without disturbing them.

The multidisciplinary research between the biology and earth science departments began more than four years ago to answer a fundamental ecological question: “What are they (blow flies) eating in the wild,” Owings asked. “We know these types of flies feed on dead animals, but until now, we really had no way of actually determining the types of carcasses they were utilizing without actually finding the carcasses themselves.”

“Stable isotopes are literally the only way we could do that in a meaningful way,” Picard added.

Stable isotopes include carbon, nitrogen, hydrogen, oxygen, among others. Stable isotopes are found in the food we eat, and become a part of us.

“When we eat a hamburger, we are getting the carbon isotopes that came from the corn that the cow was fed. Flies do the exact same thing,” said Gilhooly.

Picard and Owings set out to collect blow flies in Indianapolis, Yellowstone National Park and the Great Smoky Mountains.

School of Science alumna, Charity Owings, Ph.D., collecting flies in the Great Smoky Mountains.

“Collecting flies is easy: have rotten meat, can travel,” said Picard. “That is it, we would go someplace, open up our container of rotten meat, and the flies cannot resist and come flying in. Collections never took longer than 30 minutes, and it was like we were never there.”

Once the flies were collected, they were placed in a high-temperature furnace to convert the nitrogen and carbon in the blow fly into nitrogen gas and carbon dioxide gas. Those gases were then analyzed in a stable isotope ratio mass spectrometer, which shows slight differences in mass to reveal the original isotope composition of the sample.

“Nitrogen and carbon isotopes hold valuable information about diet. Animals that eat meat have high nitrogen isotope values, whereas animals that eat mainly plants have low nitrogen isotope values,” said Gilhooly. “Carbon isotopes will tell us the main form of sugar that is in a diet. Food from an American diet has a distinct isotope signature because it has a lot of corn in it, either from the corn fed to domesticated animals or high fructose corn syrup used to make most processed foods and drinks. This signal is different from the carbon isotopes of trees and other plants. These isotope patterns are recorded in the fly as they randomly sample animals in the environment.”

Identifying the stable isotopes allowed the researchers to determine if the blow flies were feeding on carnivores or herbivores when they were larvae.

Christine Picard, Ph.D., collects blow flies to study changes in animal ecosystems.

“With repeated sampling, one can keep an eye on animal health and wellness,” said Picard. “If the flies indicate a sudden, massive increase in dead herbivores --and knowing what we know right now that typically the herbivores are readily scavenged and not available for flies, that could tell us one of two things: herbivores are dying yet the scavengers don’t want anything to do with them as they may be diseased, or there are more herbivores than the carnivores/scavengers, and perhaps the populations of these animals has decreased.”

In Indianapolis, the majority of the blow fly larvae feed on carnivores. The researchers speculate this is because of the large number of animals being hit and killed by cars, making carcass scavenging less likely and more available to the blow flies to lay their eggs.

However, they were surprised by their findings in the national park sampling sites, where the larvae fed on carnivores instead of the herbivores, despite the herbivores' greater numbers. They speculate the competition is higher to scavenge for the larger herbivore carcasses and not readily accessible for the blow flies.

In addition, Picard, Gilhooly and Owings observed the impact of humans on animals. The carbon isotopes from the flies found the presence of corn-based foods in Indianapolis, which was expected, but also in the Great Smoky Mountains. With the Smokies being the most visited park in the country, opportunistic scavengers have greater access to human food.

This wealth of information provided by the blow flies will be fundamental to detecting changes within the ecosystem,” said Picard.

Charity Owings, Ph.D., collecting flies in Yellowstone National Park.

“This research has the potential to revolutionize the way biologists investigate important global issues, especially in the era of climate change,” said Owings. “Researchers will no longer be restricted to finding animals themselves, which is a daunting task the flies can easily find the animals and then can be ‘called in’ by scientists.”

In addition to providing a real-time early warning system for tracking ecosystem change in response to climate change, the distribution of blow flies makes this approach useful in almost any location.

“Compared to other approaches, the relative ease of collecting the flies and measuring their isotopes means that ecosystem monitoring efforts can be rapidly deployed in any environmentally sensitive region,” said Gilhooly.

This multidisciplinary research, which is making a meaningful contribution to science, wouldn’t have happened without having the genuine interest to learn more about the other’s science.

“This work would never have happened without that ability to share passions, and learn from each other. I am very thankful for Bill’s expertise, and I have learned tons from him, but also, we have learned more about our fly, and now have the ability to take this knowledge and apply it to current, immediate problems,” said Picard.

“We've got great teamwork that combines the different scientific skills needed for this study. The crazy thing about this work is that it's so interdisciplinary that it was difficult to convince others that the idea would work. I'm glad we stuck with it and were able to demonstrate the utility of this new method,” said Gilhooly.

About IU Research

IU's world-class researchers have driven innovation and creative initiatives that matter for 200 years. From curing testicular cancer to collaborating with NASA to search for life on Mars, IU has earned its reputation as a world-class research institution. Supported by $854 million last year from our partners, IU researchers are building collaborations and uncovering new solutions that improve lives in Indiana and around the globe.