Información

23.1: Regulación genética: bacteriana - biología

23.1: Regulación genética: bacteriana - biología


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Ejemplos de regulación de genes bacterianos

Esta sección describe dos ejemplos de regulación transcripcional en bacterias. Esté atento en clase, en las discusiones y en las guías de estudio para obtener extensiones de estas ideas y utilícelas para explicar los mecanismos reguladores que se utilizan para regular otros genes.

Ejemplos de regulación genética en E. coli

El ADN de las bacterias y las arqueas generalmente se organiza en uno o más cromosomas circulares en el citoplasma. El denso agregado de ADN que se puede ver en las micrografías electrónicas se llama nucleoide. En bacterias y arqueas, los genes, cuya expresión debe estar estrechamente coordinada (por ejemplo, genes que codifican proteínas que están involucradas en la misma vía bioquímica) a menudo se agrupan estrechamente en el genoma. Cuando la expresión de múltiples genes está controlada por el mismo promotor y se produce una sola transcripción, estas unidades de expresión se denominan operones. Por ejemplo, en la bacteria Escherschia coli todos los genes necesarios para utilizar lactosa están codificados uno junto al otro en el genoma. Esta disposición se llama lactosa (o laca) operón. A menudo ocurre en bacterias y arqueas que casi el 50% de todos los genes están codificados en operones de dos o más genes.

El papel del promotor

El primer nivel de control de la expresión génica se encuentra en el propio promotor. Algunos promotores reclutan ARN polimerasa y convierten esos eventos de unión de ADN-proteína en transcripciones de manera más eficiente que otros promotores. Esta propiedad intrínseca de un promotor, su capacidad para producir transcripciones a una velocidad particular, se denomina fuerza del promotor. Cuanto más fuerte es el promotor, más ARN se produce en un período de tiempo determinado. La fuerza del promotor puede ser "ajustada" por Nature en pasos muy pequeños o muy grandes cambiando la secuencia de nucleótidos del promotor (por ejemplo, mutando el promotor). Esto da como resultado familias de promotores con diferentes fortalezas que pueden usarse para controlar la tasa máxima de expresión génica para ciertos genes.

Conexión de pregrado de UC Davis:

Un grupo de estudiantes de UC Davis interesados ​​en biología sintética utilizó esta idea para crear bibliotecas de promotores sintéticos para microbios de ingeniería como parte de su proyecto de diseño para la competencia iGEM 2011.

Ejemplo n. ° 1: Operón Trp

Lógica para regular la biosíntesis de triptófano

E. coli, como todos los organismos, necesita sintetizar o consumir aminoácidos para sobrevivir. El aminoácido triptófano es uno de esos aminoácidos. MI. colipuede importar triptófano del medio ambiente (comer lo que puede recolectar del mundo que lo rodea) o sintetizar triptófano de novo utilizando enzimas codificadas por cinco genes. Estos cinco genes están codificados uno al lado del otro en el E. coli genoma en lo que se llama el triptófanotrp) operón (La siguiente figura). Si el triptófano está presente en el medio ambiente, entonces E. coli no necesita sintetizarlo y el interruptor que controla la activación de los genes en el trp operón está apagado. Sin embargo, cuando la disponibilidad ambiental de triptófano es baja, se activa el interruptor que controla el operón, se inicia la transcripción, se expresan los genes y se sintetiza el triptófano. Consulte la figura y los párrafos siguientes para obtener una explicación mecánica.

Organización de la trp operón

Cinco regiones genómicas que codifican las enzimas de biosíntesis de triptófano están ordenadas secuencialmente en el cromosoma y están bajo el control de un solo promotor: están organizadas en un operón. Justo antes de la región de codificación está el sitio de inicio de la transcripción. Esta es, como su nombre lo indica, la ubicación donde la ARN polimerasa inicia una nueva transcripción. La secuencia promotora está más arriba del sitio de inicio de la transcripción.

Una secuencia de ADN llamada "operador" también está codificada entre el promotor y el primer trp gen codificante. Esta operador es la secuencia de ADN a la que se unirá la proteína del factor de transcripción.

Algunos detalles más sobre los sitios de unión de TF

Cabe señalar que el uso del término "operador" se limita a unos pocos sistemas reguladores y casi siempre se refiere al sitio de unión de un factor de transcripción que actúa negativamente. Conceptualmente, lo que debe recordar es que hay sitios en el ADN que interactúan con las proteínas reguladoras, lo que les permite realizar su función adecuada (por ejemplo, reprimir o activar la transcripción). Este tema se repetirá universalmente en toda la biología, ya sea que se utilice o no el término "operador".

Además, aunque los ejemplos específicos que se le mostrarán representan los sitios de unión de TF en sus ubicaciones conocidas, estas ubicaciones no son universales para todos los sistemas. Los sitios de unión del factor de transcripción pueden variar en ubicación con respecto al promotor. Hay algunos patrones (por ejemplo, los reguladores positivos a menudo están aguas arriba del promotor y los reguladores negativos se unen aguas abajo), pero estas generalizaciones no son ciertas para todos los casos. Una vez más, la clave para recordar es que los factores de transcripción (tanto de acción positiva como negativa) tienen sitios de unión con los que interactúan para ayudar a regular el inicio de la transcripción por la ARN polimerasa.

Los cinco genes que se necesitan para sintetizar triptófano en E. coli están ubicados uno al lado del otro en el operón trp. Cuando el triptófano es abundante, dos moléculas de triptófano se unen al factor de transcripción y permiten que el complejo TF-triptófano se una a la secuencia del operador. Esto bloquea físicamente que la ARN polimerasa transcriba los genes de biosíntesis de triptófano. Cuando no hay triptófano, el factor de transcripción no se une al operador y los genes se transcriben.
Atribución: Marc T. Facciotti (trabajo propio)

Regulación de la trp operón

Cuando el triptófano está presente en la célula: dos moléculas de triptófano se unen al trp proteína represora. Cuando el triptófano se une al factor de transcripción, provoca un cambio conformacional en la proteína que ahora permite que el complejo TF-triptófano se una al trp secuencia del operador. La unión del complejo triptófano-represor en el operador evita físicamente que la ARN polimerasa se una y transcriba los genes posteriores. Cuando el triptófano no está presente en la célula, el factor de transcripción no se une al operador; por lo tanto, la transcripción prosigue, los genes de utilización de triptófano se transcriben y traducen, y así se sintetiza triptófano.

Dado que el factor de transcripción se une activamente al operador para mantener los genes desactivados, el trp Se dice que el operón está "regulado negativamente" y las proteínas que se unen al operador para silenciar trp expresión son reguladores negativos.

Discusión sugerida

¿Cree que los niveles de expresión constitutivos del trp operón son altos o bajos? ¿Por qué?

Discusión de sugerencias

Supongamos que la naturaleza adopta un enfoque diferente para regular el operón trp. Diseñe un método para regular la expresión del operón trp con un regulador positivo en lugar de un regulador negativo. (pista: hacemos este tipo de preguntas todo el tiempo en los exámenes)

Enlace externo

Mire este video para obtener más información sobre trp operón.

Ejemplo # 2: El laca operón

Justificación para estudiar el laca operón

En este ejemplo, examinamos la regulación de genes que codifican proteínas cuya función fisiológica es importar y asimilar el disacárido lactosa, el laca operón. La historia de la regulación de laca El operón es un ejemplo común utilizado en muchas clases de introducción a la biología para ilustrar los principios básicos de la regulación genética inducible. Elegimos describir este ejemplo en segundo lugar porque es, en nuestra estimación, más complicado que el ejemplo anterior que involucra la actividad de un solo factor de transcripción que actúa negativamente. Por el contrario, la regulación de la laca operón es, en nuestra opinión, un maravilloso ejemplo de cómo la actividad coordinada de reguladores positivos y negativos alrededor del mismo promotor se puede utilizar para integrar múltiples fuentes diferentes de información celular para regular la expresión de genes.

A medida que avanza en este ejemplo, tenga en cuenta el último punto. Para muchos instructores de Bis2a es más importante que usted aprenda laca operón historia y principios rectores de lo que le corresponde memorizar la tabla lógica que se presenta a continuación. Cuando este es el caso, el instructor generalmente hará un punto para informarle. Estos instructores a menudo NO incluyen deliberadamente preguntas de examen sobre el laca operón. Más bien, le pondrán a prueba si comprendió los principios fundamentales que subyacen a los mecanismos reguladores que estudia utilizando el ejemplo del operón lac. Si no está claro lo que quiere el instructor, debe preguntar.

La utilización de lactosa

La lactosa es un disacárido compuesto por las hexosas glucosa y galactosa. Se encuentra comúnmente en gran abundancia en la leche y algunos productos lácteos. Como se puede imaginar, el disacárido puede ser un alimento importante para los microbios que pueden utilizar sus dos hexosas. coli es capaz de utilizar múltiples azúcares diferentes como fuentes de energía y carbono, incluida la lactosa y la laca operón es una estructura que codifica los genes necesarios para adquirir y procesar lactosa del entorno local. Sin embargo, la lactosa no ha sido encontrada con frecuencia por E. coli durante su evolución y por lo tanto los genes de la laca El operón típicamente debe ser reprimido (es decir, "apagado") cuando la lactosa está ausente. Impulsar la transcripción de estos genes cuando no hay lactosa desperdiciaría una valiosa energía celular. Por el contrario, cuando la lactosa está presente, tendría sentido lógico que los genes responsables de la utilización del azúcar se expresaran (es decir, "activados"). Hasta ahora, la historia es muy similar a la del operón triptófano descrito anteriormente.

Sin embargo, hay una trampa. Los experimentos llevados a cabo en la década de 1950 por Jacob y Monod demostraron claramente que E. coli prefiere utilizar toda la glucosa presente en el medio ambiente antes de empezar a utilizar lactosa. Esto significa que el mecanismo utilizado para decidir si expresar o no los genes de utilización de lactosa debe poder integrar dos tipos de información (1) la concentración de glucosa y (2) la concentración de lactosa. Si bien esto podría lograrse teóricamente de múltiples maneras, examinaremos cómo laca operon logra esto mediante el uso de múltiples factores de transcripción.

Los reguladores transcripcionales del laca operón

Los laca represor - un sensor directo de lactosa

Como se señaló, el laca El operón normalmente tiene una producción transcripcional muy baja o nula en ausencia de lactosa. Esto se debe a dos factores: (1) la fuerza del promotor constitutivo del operón es relativamente baja y (2) la presencia constante de la proteína represora LacI influye negativamente en la transcripción. Esta proteína se une al sitio del operador cerca del promotor y bloquea la ARN polimerasa para que no transcriba la laca genes del operón. Por el contrario, si la lactosa está presente, la lactosa se unirá a la proteína LacI, induciendo un cambio conformacional que evita que el complejo LacI-lactosa se una a sus sitios de unión. Por lo tanto, cuando la lactosa está presente, la LacI reguladora negativa no se une a su sitio de unión y puede proceder la transcripción de genes que utilizan lactosa.

Proteína CAP: un sensor indirecto de glucosa

En E. coli, cuando bajan los niveles de glucosa, la molécula pequeña AMP cíclico (cAMP) comienza a acumularse en la celda. El cAMP es una molécula de señalización común que participa en el metabolismo de la glucosa y la energía en muchos organismos. Cuando los niveles de glucosa disminuyen en la célula, las concentraciones crecientes de AMPc permiten que este compuesto se una al regulador transcripcional positivo llamado proteína activadora de catabolitos (CAP) - también conocido como CRP. El complejo cAMP-CAP tiene muchos sitios ubicados en todo el E. coli genoma y muchos de estos sitios se encuentran cerca de los promotores de muchos operones que controlan el procesamiento de varios azúcares.

En el laca operón, el sitio de unión de cAMP-CAP se encuentra corriente arriba del promotor. La unión de cAMP-CAP al ADN ayuda a reclutar y retener la ARN polimerasa al promotor. La mayor ocupación de la ARN polimerasa en su promotor, a su vez, da como resultado un aumento de la producción transcripcional. En este caso, la proteína CAP actúa como un regulador positivo.

Tenga en cuenta que el complejo CAP-cAMP puede, en otros operones, también actuar como un regulador negativo dependiendo de dónde se encuentre el sitio de unión para el complejo CAP-cAMP en relación con el sitio de unión de la ARN polimerasa.

Poniéndolo todo junto: Induciendo la expresión del operón lac

Para el laca operón para ser activado, se deben cumplir dos condiciones. Primero, el nivel de glucosa debe ser muy bajo o inexistente. En segundo lugar, debe haber lactosa. Solo cuando no hay glucosa y hay lactosa, el laca operón transcrito. Cuando se alcanza esta condición, el complejo LacI-lactosa disocia el regulador negativo de cerca del promotor, liberando la ARN polimerasa para transcribir los genes del operón. Además, los niveles altos de AMPc (indirectamente indicativos de niveles bajos de glucosa) desencadenan la formación del complejo CAP-AMPc. Este par TF-inductor ahora se une cerca del promotor y actúa para reclutar positivamente la ARN polimerasa. Esta influencia positiva adicional aumenta la producción transcripcional y la lactosa se puede utilizar de manera eficiente. La salida mecanicista de otras combinaciones de condiciones binarias de glucosa y lactosa se describe en la tabla a continuación y en la figura que sigue.

Tabla de la verdad para Lac Operon

La transcripción del operón lac se regula cuidadosamente para que su expresión solo se produzca cuando la glucosa es limitada y la lactosa está presente para servir como fuente de combustible alternativa.
Atribución: Marc T. Facciotti (trabajo propio)
Señales que inducen o reprimen la transcripción del laca Operón
GlucosaCAP se uneLactosaEl represor se uneTranscripción
+--+No
+-+-Algunos
-+-+No
-++-

Una visión más matizada de la función represora lac

La descripción de la función del represor lac describe correctamente la lógica del mecanismo de control utilizado alrededor del promotor lac. Sin embargo, la descripción molecular de los sitios de unión está un poco simplificada. En realidad, el represor lac tiene tres sitios de unión similares, pero no idénticos, llamados Operador 1, Operador 2 y Operador 3. El operador 1 está muy cerca del sitio de inicio de la transcripción (denotado +1). El operador 2 está ubicado aproximadamente a + 400 nnt en la región codificante de la proteína LacZ. El operador 3 se encuentra aproximadamente a -80nt antes del sitio de inicio de la transcripción (justo "fuera" del sitio de unión de CAP).

La región reguladora del operón lac que representa el promotor, tres operadores lac y el sitio de unión de CAP. La región codificante de la proteína Lac Z también se muestra en relación con las secuencias del operador. Tenga en cuenta que dos de los operadores están en la región de codificación de proteínas: hay varios tipos diferentes de información codificada simultáneamente en el ADN.
Atribución: Marc T. Facciotti (trabajo propio)

El tetrámero represor lac (azul) representaba la unión de dos operadores en una hebra de ADN en bucle (naranja).
Atribución: Marc T. Facciotti (trabajo propio) - Adaptado de Goodsell (https://pdb101.rcsb.org/motm/39)


Regulación genética en procariotas | Genética

La regulación de genes se refiere al control de la velocidad o la forma en que se expresa un gen. En otras palabras, la regulación genética es el proceso mediante el cual la célula determina (a través de interacciones entre ADN, ARN, proteínas y otras sustancias) cuándo y dónde se activarán los genes y cuánto producto génico se producirá.

Por tanto, la expresión génica está controlada por un complejo de numerosos genes reguladores y proteínas reguladoras. La regulación génica se ha estudiado tanto en procariotas como en eucariotas. En procariotas, el modelo de operón de regulación génica está ampliamente aceptado.

Este modelo de regulación génica fue propuesto por Jacob y Monod en 1961, por lo que fueron galardonados con el Premio Nobel en 1965. El operón se refiere a un grupo de genes estrechamente ligados que juntos codifican varias enzimas de una vía bioquímica particular.

En otras palabras, el operón es una unidad de expresión y regulación de genes bacterianos, que incluye genes estructurales y elementos de control en el ADN reconocidos por productos de genes reguladores. Por tanto, el operón es un modelo que explica el mecanismo on-off de la síntesis de proteínas de forma sistemática. Los puntos principales del modelo de operón de regulación génica se presentan a continuación.

(i) Desarrollado por:

En procariotas, el modelo de operón de regulación genética fue desarrollado por Jacob y Monod en 1961, por lo que fueron galardonados con el premio Nobel en 1965. Ahora, este modelo de regulación genética es ampliamente aceptado.

(ii) Organismo utilizado:

El modelo de operón se desarrolló trabajando con la región de lactosa [región lac] de la bacteria E. coli del intestino humano. Se estudió la regulación genética para la degradación del azúcar lactosa.

(iii) Genes involucrados:

En el modelo de operón de regulación génica, hay cuatro tipos de genes:

(iv) Están implicados genes reguladores.

Además, también participan moléculas represoras, correpresoras e inductoras.

(iv) Enzimas involucradas:

En la regulación genética de los procariotas intervienen cuatro tipos de enzimas. Estos son beta-galactosidasa, galactosidasa permeasa, transacetilasa y ARN polimerasa. La beta-galactosidasa cataliza la descomposición de la lactosa en glucosa y galactosa.

La permeasa de galactosidasa permite la entrada de lactosa del medio a la célula bacteriana. La enzima transacetilasa transfiere un grupo acetilo de la acetil coenzima A a la beta galactosidasa. La enzima ARNm polimerasa controla el encendido y apagado de la transcripción.

Tipos de operón en la regulación genética:

En los procariotas, los operones son de dos tipos, a saber, inducibles y reprimibles. El ejemplo de un operón inducible es el operón lactosa, que contiene genes que codifican enzimas responsables del metabolismo de la lactosa. Un ejemplo de operón reprimible es el operón Trp, que codifica las enzimas responsables de la síntesis del aminoácido triptófano (trp para abreviar).

A. Operón inducible:

Una enzima cuya producción se mejora añadiendo el sustrato en el medio de cultivo se denomina enzima inducible, y dicho sistema se denomina sistema inducible. El ejemplo de un operón inducible es el operón lactosa, que contiene genes que codifican enzimas responsables del metabolismo de la lactosa.

En las bacterias, el operón se refiere a un grupo de genes estrechamente ligados que actúan juntos y codifican las diversas enzimas de una vía bioquímica particular.

El modelo del operón lac de E. coli se ve así:

Hay tres genes estructurales del operón lac, es decir, lac Z, lac Y y lac A. La función principal de los genes estructurales es controlar la síntesis de proteínas a través del ARN mensajero. La función de estos genes es la siguiente.

Codifica la enzima beta-galactosidasa, que cataliza la descomposición de la lactosa en glucosa y galactosa.

Codifica la enzima galactosidasa permeasa, que permite la entrada de lactosa del medio a la célula bacteriana.

Codifica la enzima transacetilasa, que transfiere un grupo acetilo de la acetil coenzima A a la beta galactosidasa.

Los tres genes de genes estructurales anteriores están bajo el control del gen promotor [designado P]. En el promotor, la ARN polimerasa se une al ADN y se prepara para iniciar la transcripción. La función principal del gen promotor es iniciar la transcripción de mRNS.

El otro elemento regulador en un operón es el operador (designado O). Este es el elemento que determina si se transcriben o no los genes del operón. La función principal del gen operador es controlar la función de los genes estructurales.

Esto se designa como I. Se expresa todo el tiempo, o de manera constitutiva, y juega un papel importante en la función del operón. Este es el gen lac I, que codifica una proteína llamada represor lac. El represor lac tiene dos dominios o regiones funcionales: uno que se une al ADN de la región del operador y otro que se une a la lactosa.

Cuando el represor se une al operador, evita que la ARN polimerasa avance a lo largo del operón y no se produce la transcripción. La regulación del operón depende de regular si el represor se une o no al operador. La función del gen regulador es dirigir la síntesis del represor, una molécula de proteína. Su función difiere en presencia y ausencia de lactosa como se analiza a continuación.

Cuando lactosa es ausente:

Cuando la lactosa está ausente en el medio ambiente, los eventos ocurren de esta manera. El gen lac I se transcribe [constitutivamente, es decir, continuamente] y el ARNm se traduce, produciendo el represor lac. El represor se une al operador y bloquea la ARN polimerasa.

Cuando se bloquea la ARN polimerasa, no hay transcripción. Por tanto, las enzimas para el metabolismo de la lactosa no se sintetizan, porque no hay lactosa para metabolizar. Por tanto, cuando no hay lactosa, no se producen enzimas metabolizadoras de lactosa.

Cuando hay lactosa:

Cuando la lactosa está presente en el medio ambiente, los eventos ocurren de una manera diferente. Una pequeña cantidad de lactosa entra en la célula y afecta la regulación del operón. El represor lac todavía se sintetiza. El represor puede unirse a la lactosa.

Después de unirse a la lactosa, el represor sufre un cambio conformacional (cambio de forma). Las moléculas que cambian de forma cuando se unen a otra molécula se denominan moléculas alostéricas. Con este cambio, el represor lac no puede unirse a la región del operador. Por tanto, la ARN polimerasa no está bloqueada y es capaz de transcribir los genes del operón.

Se producen las enzimas codificadas por esos genes. La lac permeasa transporta más lactosa al interior de la célula y la beta-galactosidasa escinde la lactosa en glucosa y galactosa. Esto puede ser metabolizado aún más por otras enzimas, produciendo energía para la célula.

La lactosa, por tanto, es capaz de inducir la síntesis de las enzimas necesarias para su metabolismo (evitando la acción del represor). Como tal, la lactosa es el inductor del operón lac. Por tanto, cuando no hay lactosa, no se producen las enzimas que metabolizan la lactosa y, cuando hay lactosa, se producen esas enzimas.

Mutaciones del operón Lac:

Las mutaciones pueden afectar la regulación del operón lac de diferentes maneras, como se indica a continuación:

(i) Mutación del gen lac I de tal manera que el represor codificado ya no se una a la lactosa. En este caso, el represor se uniría al operador independientemente de la presencia o ausencia de lactosa, y el operón nunca se transcribiría a niveles altos.

(ii) Mutación del gen lac I de tal manera que el represor ya no se una al operador. En este caso, el operón nunca se reprimiría y la transcripción se llevaría a cabo de forma continua. Esto se conoce como transcripción constitutiva.

(iii) Mutación en la región del operador de tal manera que el represor de tipo salvaje no la reconoce (el represor reconoce la secuencia de ADN específica de la legión del operador): En este caso, no habrá unión del represor al operador, y la transcripción continuará continuamente.

Represión de catabolitos:

La expresión del operón lac también se puede regular de otra forma. La glucosa es preferible a la lactosa como fuente de energía. Por tanto, si la glucosa está presente en el medio ambiente, la transcripción se reduce o el operón lac se regula negativamente.

La transcripción del operón lac requiere otra proteína, llamada proteína activadora de catabolitos (CAP para abreviar). Esta proteína CAP se une al promotor lac y mejora la transcripción. Pero ocurre solo después de que CAP se une a una pequeña molécula llamada AMP cíclico (cAMP).

Sin cAMP, CAP no se unirá al promotor y no se producirá ninguna transcripción. En los ejemplos previos que involucran al operón lac, podemos asumir que el cAMP estaba presente y el complejo CAP-cAMP estaba unido al promotor.

El cAMP es producido por una enzima llamada adenilciclasa. En presencia de glucosa en el medio ambiente, se inhibe la adenilciclasa y disminuye la producción de AMPc. Por lo tanto, no hay AMPc para unirse a CAP. En esta situación, el CAP no se unirá al promotor lac y no tiene lugar la transcripción de lac.

De esta forma, la bacteria no produce enzimas para el metabolismo de la lactosa cuando no son necesarias debido a la presencia de glucosa. La beta-galactosidasa descompone la lactosa en glucosa y galactosa. Cuando se ha metabolizado suficiente lactosa, la glucosa (uno de los productos) se acumula y provoca la represión del operón lac.

Méritos del modelo de operón en la regulación genética:

1. Es un modelo muy simple pero informativo de regulación génica en procariotas.

2. Es un modelo muy bien conocido de regulación génica en procariotas.

3. Este modelo se basa en resultados empíricos y se ha estudiado en diferentes procariotas.

4. Este modelo es de dos tipos, a saber:

B. Operón represible:

Una molécula de proteína que previene la transcripción se llama represor y el proceso de inhibición de la transcripción se llama represión. Los operones reprimibles están regulados por el producto final de la vía metabólica y no por un reactivo en la vía metabólica (como la lactosa en el operón lac).

Un ejemplo de operón reprimible es el operón Trp. Este codifica enzimas que son responsables de la síntesis del aminoácido triptófano (trp para abreviar). El operón trp está regulado por trp, que es el producto de la vía metabólica.

En el operón trp, el represor trp solo se une al operador cuando trp está presente (opuesto al represor lac). El represor se une a trp y sufre un cambio conformacional [cambio de forma]. Este cambio de forma le permite unirse al operador, bloqueando la transcripción. Debido a que la trp es necesaria para la represión, en este sistema se la denomina correpresora (en contraposición a que la lactosa sea un inductor).

Cuando trp está ausente, el represor no se une al operador y se produce la transcripción. Por lo tanto, si hay mucho trp alrededor [y no se necesita más], la transcripción se bloquea. Si no hay trp alrededor [necesita sintetizarse], se produce la transcripción. En otras palabras, permite la producción de enzimas para la síntesis de trp.

Los operones reprimibles se organizan de manera muy similar a los operones inducibles: hay genes estructurales bajo el control de un promotor y operador, y hay un gen que codifica un represor.

La mutación afectará la regulación genética de la siguiente manera:

(i) mutación en el gen represor de tal manera que ya no se une a trp. Cuando el represor no se une a trp, no habrá cambio en su estructura y no se unirá al operador y se producirá la transcripción.

(ii) mutación en el gen represor de tal manera que ya no se une al represor: en tal situación tendrá lugar la transcripción.

(iii) mutación en el operador de tal manera que ya no se une al represor: en tal situación también se producirá la transcripción.

Mecanismo de regulación genética:

El mecanismo de regulación genética es de dos tipos, a saber:

(1) Regulación negativa, y

El mecanismo de regulación de genes en el operón de E. coli y el operón de triptófano se discute a continuación:

1. Control negativo:

El primer cambio en el operón lac de E. coli es la proteína represora. En control negativo, la transcripción está controlada por la proteína represora, que es una proteína alostérica. La proteína represora se une a la región del operador e impide la transcripción. Previene la transcripción bloqueando la ARN polimerasa. Por tanto, cuando el represor está ligado al operador, la transcripción se apaga.

Por tanto, el interruptor de encendido y apagado de la síntesis de proteínas está gobernado por la posición libre u ocupada del gen operador. Cuando el operador está libre, se producirá la transcripción y cuando el gen operador está bloqueado, se impide la transcripción. Si está presente un isómero de lactosa [alolaptosa], se unirá a la proteína represora y cambiará su forma. El represor modificado no se une al operador y, por tanto, permite la transcripción.

2. Control positivo:

El segundo interruptor en el operón lac de E. coli es la proteína activadora del catabolito [CAP]. La CAP es una proteína alostérica. El CAP se une al ADN y a una molécula pequeña llamada adenosina monofosfato cíclico [cAMP]. El CAP solo se une a la región promotora y estimula la transcripción cuando el cAMP se une al sitio alostérico.

La concentración de cAMP está controlada por concentraciones de ATP. El ATP bajo conduce a AMPc alto y el ATP alto conduce a AMPc bajo. Si E. coli crece con glucosa, habrá un [ATP] alto y un [cAMP] bajo. Si no hay glucosa, habrá un [ATP] bajo y un [cAMP] alto.

En ausencia de glucosa, [cAMP] es alto, se une a CAP que se une a la región promotora y estimula la transcripción. Si hay glucosa presente, [cAMP] es bajo. no se une a CAP que no puede unirse al promotor y no permite la transcripción.

Triptófano Operón:

El operón triptófano [en abreviatura operón trp] está regulado por trp, que es el producto de la vía metabólica. El operón trp contiene genes que producen 5 enzimas en la ruta biosintética para la producción del aminoácido triptófano.

En el operón trp, el control negativo está asociado con una proteína represora. Sin embargo, la proteína represora solo se une al gen operador cuando se une a él un efector alostérico. El triptófano es un efector alostérico, que también se denomina correpresor en el operón trp; la transcripción está controlada por la posición libre u ocupada del represor.

Si la proteína represora no se une al gen operador, tendrá lugar la transcripción. Si hay triptófano, no es necesario sintetizar enzimas. En tal situación, el triptófano se une a la proteína represora y ambos [trp y represor] ​​se unen al gen operador que impide la transcripción. Cuando trp está ausente, el represor no se unirá al operador y tendrá lugar la transcripción.

En el control negativo, la proteína represora se une al ADN y detiene la transcripción. En control positivo, la proteína activadora se une al ADN y estimula la transcripción. En el sistema inducible, el efector alostérico se une y libera la proteína represora del ADN dando como resultado la transcripción. En el sistema reprimible, el efector alostérico se une y hace que la proteína represora se una al ADN impidiendo la transcripción.


Regulación de la función de la proteína RecA bacteriana

La proteína RecA es una recombinasa que funciona en la reparación del ADN recombinacional en bacterias. RecA está regulado en muchos niveles. La expresión del gen recA está regulada dentro de la respuesta SOS. La actividad de la propia proteína RecA está autorregulada por su propio extremo C-terminal. RecA también está regulada por la acción de otras proteínas. Hasta la fecha, estos incluyen las proteínas RecF, RecO, RecR, DinI, RecX, RdgC, PsiB y UvrD. La proteína SSB también afecta indirectamente la función de RecA al competir por los sitios de unión del ssDNA. RecO y RecR, y posiblemente las proteínas RecF, facilitan la carga de RecA en el ssDNA recubierto con SSB. La proteína RecX bloquea la extensión del filamento RecA y puede tener otros efectos sobre la actividad RecA. La proteína DinI estabiliza los filamentos RecA. La proteína RdgC se une al dsDNA y bloquea el acceso de RecA al dsDNA. La proteína PsiB, codificada por plásmidos F, no está caracterizada, pero puede inhibir RecA de alguna manera. La helicasa UvrD elimina los filamentos RecA de RecA. Todas estas proteínas funcionan en una red que determina dónde y cómo funciona RecA. Pueden quedar por descubrir proteínas reguladoras adicionales. Es probable que el elaborado patrón regulador se repita para los homólogos de RecA en arqueos y eucariotas.


23.1: Regulación genética: bacteriana - biología

A diferencia de otros organismos más complejos, las bacterias están en contacto directo con su entorno. Las variaciones repentinas de temperatura, disponibilidad de nutrientes o pH pueden ser fatales y las bacterias han desarrollado mecanismos de adaptación que les permiten sobrevivir a estas condiciones siempre cambiantes. Lo que permite que las bacterias se adapten a las presiones de selección es su capacidad para expresar proteínas y enzimas muy rápidamente que pueden proporcionar protección rápidamente contra el duro entorno externo. Las proteínas están codificadas por genes (ADN) en el cromosoma. Los genes se transcriben en ARN mensajeros (ARNm), que luego son leídos y traducidos por los ribosomas, que son ribonucleoproteínas que decodifican los mensajes de ARN. Junto con este proceso de varios pasos, hay algunos genes que en realidad no codifican una proteína. Más bien producen moléculas de ARN no codificantes funcionales que cumplen varias funciones esenciales en la célula. Algunos ARN no codificantes, por ejemplo, actúan como poderosos reguladores de la expresión génica.

Los ARN pequeños (ARNs) tienen la función única de reprogramar la expresión génica y redirigir los metabolismos en respuesta al medio ambiente. El principal mecanismo por el cual el ARNs regula la expresión génica es interactuando directamente con un ARNm, interfiriendo o, en algunos casos, facilitando el proceso de síntesis de proteínas. La regulación negativa ocurre cuando un sRNA induce la degradación del mRNA y / o interfiere con la maquinaria de traducción. Por otro lado, la regulación positiva ocurre cuando un ARNm estabiliza un ARNm y / o facilita el inicio de la traducción. Al hacerlo, los ARNs reprograman la expresión génica y redirigen los metabolismos en respuesta al medio ambiente.

Aunque anteriormente se creía que los ARNs presentaban características generales comunes, como su pequeña longitud o su naturaleza no codificante, nuevas pruebas sugieren que los ARNs son más versátiles de lo previsto. Algunos sRNA incluso codifican péptidos reguladores cortos y, contrariamente a lo que se pensaba anteriormente, los sRNA no siempre se originan a partir de genes independientes.

El profesor Eric Massé y la estudiante de doctorado Marie-Claude Carrier de la Universidad de Sherbrooke, Canadá, tienen como objetivo descifrar las complejas redes reguladoras que existen entre los ARNs bacterianos y sus objetivos. Una mejor comprensión de estas redes permitirá a los científicos arrojar luz sobre cómo las bacterias sobreviven a las condiciones extracelulares más desafiantes.

Cuando el depredador se convierte en presa: el papel de las "esponjas" de ARNs

Un solo ARNm puede regular un número considerable de ARNm diana, actuando como puente entre varios metabolismos celulares. Hace casi una década, en un esfuerzo por identificar dianas de ARNm de manera rápida y confiable, Massé Lab combinó la purificación por afinidad de ARN y la secuenciación de ARN en una sola técnica llamada MAPS, un acrónimo de MS2 Affinity Purification (acoplado a ARN) Secuenciación. Esto permite la identificación de todo el genoma de un interactoma sRNA en células bacterianas.

El microbioma intestinal es un factor de riesgo importante para el cáncer de colon. luz de cristal / Shutterstock.com

Un tema recurrente en el Massé Lab es la comprensión del papel de un ARNs, llamado RyhB, en la respuesta a la falta de hierro. MAPS se realizó en el ARNr RyhB y condujo a uno de los descubrimientos más interesantes del Massé Lab: un nuevo tipo de ARN reguladores en Escherichia coli. El equipo pudo identificar el papel de un fragmento derivado de una molécula de ARN de transferencia. El fragmento de tRNA (tRF) actúa como una esponja de sRNA: interactúa con el sRNA de RyhB y lo secuestra para evitar su acción. En un giro sorprendente, el depredador se convierte en presa a medida que RyhB se degrada después de su interacción con el tRF. En este caso, el tRF establece un umbral de concentración que RyhB debe superar antes de que se puedan detectar eventos regulatorios. La necesidad del tRF se explica por el hecho de que incluso si RyhB es esencial durante la falta de hierro, su expresión nunca se detiene por completo, incluso cuando hay suficiente hierro disponible. Si las moléculas de RyhB resultantes no fueran esponjadas, regularían sus objetivos incluso cuando el hierro está disponible, disminuyendo la aptitud bacteriana. Por ejemplo, RyhB no deseado aumenta la sensibilidad bacteriana a un tipo de antibióticos naturales llamados colicinas.

Uno de los descubrimientos más interesantes del Massé Lab es la identificación de un nuevo tipo de ARN reguladores en E. coli.

Navegando por la web sRNA: estudios en curso

Las primeras investigaciones sobre ARNs mostraron que la mayoría de las interacciones con sus objetivos producían efectos regulatorios muy fuertes. Sin embargo, la regulación del ARNs no es exclusivamente del tipo "todo o nada". Los miembros del equipo de Massé Lab están trabajando actualmente para identificar eventos reguladores sutiles que están en la base de la adaptación bacteriana.

Como se mencionó, un grupo de personas está dirigiendo sus esfuerzos para comprender la red extendida que rodea a RyhB, expresada en la respuesta a la falta de hierro. Otros miembros del laboratorio están estudiando cómo los sRNA están involucrados en la supervivencia al estrés oxidativo y cómo los sRNA coordinan la división celular. La estudiante de doctorado Marie-Claude Carrier está específicamente interesada en cómo E. coli se adapta a diferentes fases de crecimiento, particularmente mediante el estudio de nuevos mecanismos reguladores mediante los cuales los ARNs modulan la expresión de los transportadores de membrana.

Los investigadores tienen como objetivo descifrar las complejas redes reguladoras que existen entre los ARNs bacterianos y sus objetivos.

Direcciones futuras en el estudio de ARNs

El profesor Massé y los demás miembros del laboratorio están realizando actualmente estudios sobre el modelo de bacteria no patógena. Escherichia coli K-12. En el futuro, y con la ayuda de los colaboradores del profesor Massé, el equipo tiene como objetivo investigar la importancia de los eventos reguladores sutiles de ARNs en bacterias patógenas. El equipo espera desentrañar los intrincados mecanismos moleculares detrás de la modulación de patogenicidad dependiente de ARNs y comprender cómo los ARNs interactúan con los procesos metabólicos para coordinar las respuestas celulares a los cambios en las condiciones ambientales.

Hacia nuevas fronteras en el cribado del cáncer: investigando el microbioma

El cáncer colorrectal (CCR) es la tercera causa más común de mortalidad por cáncer en el mundo. Si bien el CCR se puede prevenir en gran medida mediante la extirpación de los pólipos intestinales, hay una disminución dramática en la supervivencia después del establecimiento del tumor. Esta es la razón por la que la detección temprana y la extirpación de pólipos en la etapa precancerosa es fundamental para la supervivencia del paciente. Una prueba de detección común para pólipos y tumores es la prueba de sangre oculta en heces basada en inmunoquímicos (iFOBT), que consiste en la detección de sangre en las heces del paciente. Sin embargo, esta prueba no es específica y conduce a muchos procedimientos invasivos no esenciales. Estudios recientes demostraron que el microbioma, una bacteria que vive en el intestino humano, se ha convertido en un factor de riesgo importante para el cáncer de colon. Las bacterias pueden fomentar directamente la tumorigénesis al interactuar con el sistema inmunológico.

El equipo del Massé Lab observó diferencias significativas en la composición bacteriana intestinal que podrían deberse únicamente a la presencia de sangre en las heces. Más precisamente, identificaron 4 especies bacterianas cuya abundancia aumentaba en presencia de sangre y 8 especies que mostraban una abundancia disminuida en pacientes con sangre en las heces.

El equipo publicó estos hallazgos en un artículo reciente (2020) donde se concluye que, en ausencia de enfermedad, la sangre en las heces tiene una gran influencia en la composición del microbioma. Esto sugiere que la sangre en sí debe tenerse en cuenta al investigar las firmas del microbioma de las enfermedades intestinales.

Teniendo esto en cuenta, el equipo llevará a cabo más estudios con el objetivo de establecer el microbioma como un biomarcador del cáncer colorrectal, incluida la etapa de pólipo precanceroso. El estudio incluirá el uso de exámenes hospitalarios de CCR combinados con herramientas bioinformáticas para mejorar la predicción de la mayoría de los pacientes en riesgo. El Massé Lab espera ofrecer una metodología sólida para el diagnóstico del CCR y tiene como objetivo aumentar drásticamente la calidad de la prevención del CCR para los pacientes que participan en los estudios piloto en etapa inicial.

En los organismos eucariotas, la regulación basada en el ARN es un determinante importante de la expresión génica, al igual que en las células bacterianas. Los parientes cercanos de los ARNs bacterianos se denominan microARN (miARN). Los mecanismos de esponja observados en bacterias también se observan en eucariotas. De hecho, en estos organismos de mayor complejidad, los ARN de esponja, a veces llamados inhibidores competitivos, suelen ser moléculas de ARN circulares y albergan múltiples sitios de unión para un miARN, secuestrándolos de manera eficiente de sus objetivos de ARNm. Actualmente, las esponjas de ARN sintético están diseñadas para estudios de miARN de pérdida de función. Se sabe que los microARN están implicados en una gran cantidad de patologías humanas, como el cáncer, las enfermedades virales, las enfermedades relacionadas con el sistema inmunitario y las enfermedades neurodegenerativas. La evidencia acumulada sugiere que las esponjas de miARN sintético podrían contener pistas vitales en la lucha contra estas enfermedades graves.

  • Chénard, T., Malick, M., Dubé, J. y Massé, E. (2020). La influencia de la sangre en el microbioma intestinal humano. Microbiología de BMC, 20 (1), 44.
  • Carrier, M.C., Lalaouna, D. y Massé, E. (2018). Ampliación de la definición de pequeños ARN bacterianos: características y mecanismos de acción. Revisión anual de microbiología, 72, 141-161.
  • Carrier, M.C., Laliberté, G. y Massé, E. (2018). Identificación de nuevos objetivos de ARN pequeño bacteriano utilizando purificación por afinidad MS2 acoplada a secuenciación de ARN. Métodos en biología molecular (Clifton, N.J.), 1737, 77–88.
  • Lalaouna, D., Carrier, M.C., Semsey, S., Brouard, J.S., Wang, J., Wade, J.T. y Massé, E. (2015). Un espaciador transcrito externo de 3 'en una transcripción de ARNt actúa como una esponja para ARN pequeños para prevenir el ruido transcripcional. Célula molecular, 58 (3), 393–405.

Investigar objetivos
El laboratorio de Eric Massé está descifrando las regulaciones basadas en ARN en bacterias.

  • Consejo de Investigación de Ciencias Naturales e Ingeniería (NSERC)
  • Institutos Canadienses de Investigación en Salud (CIHR)
  • Fonds de Recherche du Québec & # 8211 Nature et Technologies (FRQNT)
  • Institutos Nacionales de Salud (NIH)

Colaboradores

  • Jingyi Fei (Departamento de Bioquímica y Biología Molecular, Universidad de Chicago, Chicago, IL, EE. UU.)
  • Charles Dozois (Institut national de recherche scientifique (INRS) -Institut Armand Frappier, Laval, Québec, Canadá)
  • Cari Vanderpool (Departamento de Microbiología, Universidad de Illinois en Urbana-Champaign, Urbana, Illinois, EE. UU.)
  • Daniel Lafontaine (Departamento de Biología, Facultad de Ciencias, Grupo de ARN, Universidad de Sherbrooke, Sherbrooke, Québec, Canadá)
  • Emanuele Biondi (Universidad de Aix Marsella, CNRS, IMM, LCB, 13009 Marsella, Francia)
  • Isabelle Laforest-Lapointe (Department of Biology, Faculty of Science, University of Sherbrooke, Sherbrooke, Québec, Canada

Bio
Eric Massé received his PhD from the University of Montreal in 2000. He then completed his post-doctoral training at the National Institutes of Health (Bethesda, MD, USA). In 2004, Prof Massé opened his lab at University of Sherbrooke as an Associate Professor, focusing his research on small regulatory RNAs in bacteria. Since then, he supervised multiple postdocs, PhD, and MSc students and welcomed more than 30 undergraduate trainees.

Marie-Claude Carrier received her BSc in Microbiology from the University of Sherbrooke in 2013. During her BSc studies, she completed more than 12 months of training in Prof Eric Massé’s lab. In 2014, Marie-Claude started her MSc-PhD cursus under Prof Massé’s supervision, during which she participated in multiples studies on bacterial small regulatory RNAs. She plans to obtain her PhD degree in the spring of 2021.

Contacto
Prof Eric Massé
Faculté de Médecine et des Sciences de la santé – Université de Sherbrooke
Département de Biochimie et de Génomique fonctionnelle
Pavillon de Recherche Appliquée sur le Cancer (PRAC)
3201, rue Jean-Mignault
Sherbrooke, Québec, Canada
J1E 4K8

Marie-Claude Carrier
E: [email protected]
T: +1 819 821 8000 ext. 72197
W: researchgate.net/profile/Marie_Claude_Carrier


Cytokine Release Affect

The binding of PRRs with PAMPs triggers the release of cytokines, which signal that a pathogen is present and needs to be destroyed along with any infected cells. A citoquina is a chemical messenger that regulates cell differentiation (form and function), proliferation (production), and gene expression to affect immune responses. At least 40 types of cytokines exist in humans that differ in terms of the cell type that produces them, the cell type that responds to them, and the changes they produce. One type cytokine, interferon, is illustrated in Figure 23.4.

One subclass of cytokines is the interleukin (IL), so named because they mediate interactions between leukocytes (white blood cells). Interleukins are involved in bridging the innate and adaptive immune responses. In addition to being released from cells after PAMP recognition, cytokines are released by the infected cells which bind to nearby uninfected cells and induce those cells to release cytokines, which results in a cytokine burst.

A second class of early-acting cytokines is interferons, which are released by infected cells as a warning to nearby uninfected cells. One of the functions of an interferon is to inhibit viral replication. They also have other important functions, such as tumor surveillance. Interferons work by signaling neighboring uninfected cells to destroy RNA and reduce protein synthesis, signaling neighboring infected cells to undergo apoptosis (programmed cell death), and activating immune cells.

In response to interferons, uninfected cells alter their gene expression, which increases the cells’ resistance to infection. One effect of interferon-induced gene expression is a sharply reduced cellular protein synthesis. Virally infected cells produce more viruses by synthesizing large quantities of viral proteins. Thus, by reducing protein synthesis, a cell becomes resistant to viral infection.

Figure 23.4. Interferons are cytokines that are released by a cell infected with a virus. Response of neighboring cells to interferon helps stem the infection.


Regulación genética

Cells express (transcribe and translate) only a subset of their genes. Cells respond and adapt to environmental signals by turning on or off expression of appropriate genes. In multicellular organisms, cells in different tissues and organs diferenciar, or become specialized by making different sets of proteins, even though all cells in the body (with a couple of exceptions) have the same genome. Such changes in gene expression, or differential gene expression among cells, are most often regulated at the level of transcription.
There are three broad levels of regulating gene expression:

  • transcriptional control (whether and how much a gene is transcribed into mRNA)
  • translational control (whether and how much an mRNA is translated into protein)
  • post-translational control (whether the protein is in an active or inactive form, and whether the protein is stable or degraded)

Based on our shared evolutionary origin, there are many similarities in the ways that prokaryotes and eukaryotes regulate gene expression however, there are also many differences. All three domains of life use positive regulation (turning on gene expression), negative regulation (turning off gene expression), and co-regulation (turning multiple genes on or off together) to control gene expression, but there are some differences in the specifics of how these jobs are carried out between prokaryotes and eukaryotes.

Similarities between prokaryotes and eukaryotes: promoters and regulatory elements

Promotores are sites in the DNA where RNA polymerase binds to initiate transcription. Promoters also contain, or have near them, binding sites for transcription factors, which are DNA-binding proteins that can either help recruit, or repel, RNA polymerase. A regulatory element is a DNA sequence that certain transcription factors recognize and bind to in order to recruit or repel RNA polymerase. The promoter along with nearby transcription factor binding elements regulate gene transcription.
Regulatory elements can be used for either positivo y negative transcriptional control. When a gene is subject to positive transcriptional control, the binding of a specific transcription factor to the regulatory element promotes transcription. When a gene is subject to negative transcriptional control, the binding of a specific transcription factor to a regulator elements represses transcription. A single gene can be subject to both positive and negative transcriptional control by different transcription factors, creating multiple layers of regulation.

Some genes are not subject to regulation: they are constitutively expresado, meaning they are always transcribed. What sorts of genes would you imagine a cell would always need to have on, regardless of the environment or situation?

Differences between prokaryotes and eukaryotes: mechanisms of co-regulation

Often a set of proteins are needed together to respond to a certain stimulus or carry out a certain function (for example, many metabolic pathways). There are often mechanisms to co-regulate such genes such that they are all transcribed in response to the same stimulus. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ways of co-regulating genes, but they use very different mechanisms to accomplish this goal.
In prokaryotes, co-regulated genes are often organized into an operón, where two or more functionally related genes are transcribed together from a single promoter into one long mRNA. This mRNA is translated to make all of the proteins encoded by the genes in the operon. Ribosomes start at the 5′ end, begin translating at the first AUG codon, terminate when they run into a stop codon, and then re-initiate at the next AUG codon.

A generic operon in prokaryotes. R = a regulatory protein (transcription factor) P = promoter Pol = RNA polymerase

With a few exceptions (C. elegans and related nematodes), eukaryotic genomes do not have genes arranged in operons. Instead, eukaryotic genes that are co-regulated tend to have the same DNA regulatory element sequence associated with each gene, even if those genes are located on completely different chromosomes. This means that the same transcriptional activator or repressor can regulate transcription of every single gene that has that particular DNA regulatory element associated with it. For example, eukaryotic HSP (heat shock protein) genes are located on different chromosomes. HSPs help cells survive and recover from heat shock (a type of cellular stress). All HSP genes are transcribed simultaneously in response to heat stress, because they all have a DNA sequence element that binds a heat shock response transcription factor.

Additional complexities specific to eukaryotic gene regulation: chromatin and alternative splicing

Another major difference between prokaryotic gene regulation and eukaryotic gene regulation is that the eukaryotic (but not prokaryotic) DNA double helix is organized around proteins called histonas which organize the DNA into nucleosomes. This combination of DNA + histones is called cromatina.
Chromatin can be condensed in a 30-nm fiber formation (tightly compacted nucleosomes) or loosely arranged as “beads-on-a-string,” where the DNA between and around nucleosomes is more accessible. This compaction is controlled by post-translational modifications which are added to the histones in the nucleosomes. When histones have acetyl groups added to them by enzymes called histone acetyl transferases (HATs), the acetyl groups physically obstruct the nucleosomes from packing too densely and help to recruit other enzymes that further open the chromatin structure. Conversely, when the acetyl groups are removed by histone deacetylases (HDACs), the chromatin assumes a condensed formation that prevents transcription factors from being able to access the DNA. In the image below, you can clearly see how much more compact and inaccessible the 30-nm fiber is (top) compared to the beads-on-a-string formation (bottom).

Chromatin plays a fundamental role in positive and negative gene regulation, because transcriptional activators and RNA polymerase cannot physically access the DNA regulatory elements when chromatin is in a compact form.
Prokaryotic DNA does have some associated proteins that help to organize the genomes, but it is fundamentally different from chromatin prokaryotic DNA can essentially be thought of as ‘naked’ compared to eukaryotic chromatin, so prokaryotic cells lack this layer of gene regulation.
Another difference between prokaryotic and eukaryotic gene regulation is that eukaryotic mRNAs must be properly processed with addition of the 5′ cap, splicing out of introns, and addition of the 3′ poly(A) tail (discussed in more detail here). Each of these processing steps is also subject to regulation, and the mRNA will be degraded if any of them are not properly completed. The export of mRNAs from the nucleus to the cytoplasm is also regulated, as is stability of the properly processed mRNA in the cytoplasm.
Finally, eukaryotic genes often have different splice variants, where different exons can be included in different mRNAs that are transcribed from the same gene. Here you can see a cartoon of a gene with color-coded exons, and two different mRNA molecules transcribed from this gene. The different mRNAs encode for different proteins because they contain different exons. Este proceso se llama alternative splicing and we will discuss it more here.


Often different types of cells in different tissues express different splice variants of the same gene, such that there is a heart-specific transcript and a kidney-specific transcript of a particular gene.
In general, eukaryotic gene regulation is more complex than prokaryotic gene regulation. The upstream regulatory regions of eukaryotic genes have binding sites for multiple transcription factors, both positive regulators and negative regulators, that work in combination to determine the level of transcription. Some transcription factor binding sites, called enhancers and silencers, work at quite a distance, thousands of base pairs away from the promoter. Activators are examples of positive regulation and repressors are examples of negative regulation.

Eukaryotic transcription initiation, from biology.kenyon.edu (after Tjian)

Overall differences and similarities

If you understand the similarities and differences in eukaryotic and prokaryotic gene regulation, then you know which of the following process are exclusive to eukaryotes, which are exclusive to prokaryotes, which occur in both, and how each is accomplished:

  • coupled transcription and translation
  • 5′ cap and 3′ poly(A) tail
  • AUG as the translation initiation codon
  • regulation of gene expression by proteins binding to DNA regulatory elements
  • alternative mRNA splicing
  • regulation of gene expression through chromatin accessibility

Putting it all together: the laca operon in E. coli

los laca operon is a good model gene for understanding gene regulation. You should use the information below to make sure you can apply all of the details of gene regulation described above to a specific gene model.
E. coli laca operon: dual positive and negative regulation

lacI is the gene that encodes the lac Repressor protein CAP = catabolite activator protein O = Operator P = promoter lacZ = gene that encodes beta-galactosidase lacY encodes permease lacA encodes transacetylase. Source: Wikimedia Commons (https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Lac_operon-2010-21-01.png)

los laca operón de E. coli has 3 structural genes required for metabolism of lactose, a disaccharide found at high levels in milk:

  • lacZ encodes the enzyme beta-galactosidase, which cleaves lactose into glucose and galactose
  • lacY encodes permease, a membrane protein for facilitated diffusion of lactose into the cell
  • lacA encodes transacetylase, an enzyme that modifies lactose

An mRNA encoding all 3 proteins is transcribed at high levels only when lactose is present, and glucose is absent.
Negative regulation by the Repressor – In the absence of lactose, the lac Repressor protein, encoded by the lacI gene with a separate promoter that is always active, binds to the Operator sequence in the DNA. The Operator sequence is a type of DNA regulatory element as described above. Repressor protein bound to the Operator prevents RNA polymerase from initiating transcription.
When lactose is present, an inducer molecule derived from lactose binds allosterically to the Repressor, and causes the Repressor to leave the Operator site. RNA polymerase is then free to initiate transcription, if it successfully binds to the lac promoter.
Positive regulation by CAP – Glucose is the preferred substrate for energy metabolism. When glucose is present, cells transcribe the laca operon only at very low levels, so the cells obtain most of their energy from glucose metabolism. RNA polymerase by itself binds rather poorly to the laca promotor.
Glucose starvation causes a rise in the level of cyclic adenosine monophosphate (cAMP), an intracellular alarm signal. Cyclic AMP binds to the catabolite activator protein (CAP). The CAP+cAMP complex binds to the CAP binding site near the laca promoter and recruits RNA polymerase to the promoter.
High level transcription of the lac operon requires both that CAP+cAMP be bound to the CAP binding site, and that Repressor is absent from the Operator. These conditions normally occur only in the absence of glucose and presence of lactose.

los laca operon in E. coli is a classic example of a prokaryotic operon which is subject to both positive and negative regulation. Positive regulation and negative regulation are universal themes for gene regulation in both prokaryotes and eukaryotes.


5. Conclusión

Mathematical and computational modeling is often viewed as a specialized task. To facilitate modeling, we automated the development of RBMs, as these types of models show simulation flexibility, a reasonable degree of readability, modularity for integrative modeling and good simulation scalability.

Atlas produces sub-models from genome graphs, and protein–protein, protein–metabolites and protein–DNA interaction and metabolic networks. We developed, in this work, a divide-and-conquer strategy supported by the modularity of RBMs, as it is the pathway for the development of whole-cell models ( Szigeti et al., 2018). The software produces RBMs for the PySB framework ( Lopez et al., 2013) and normas can be added in any order while PySB checks on whether new rules are compatible with the current model. In addition, PySB could export to kappa language and we employed the KaSA software ( Boutillier et al., 2018) to further assess the coherence of the developed RBMs. Simulation of RBMs could be done within PySB and calibration of exported models could be performed with pyBioNetFit ( Mitra et al., 2019, only BNGL models) or Pleione ( Santibáñez et al., 2019, BNGL and kappa models) to compare the reconstructed models with experimental data or available models.

Atlas contrasts with available software because it lacks a graphical interface [e.g. RuleBender ( Smith et al., 2012) and VirtualCell ( Blinov et al., 2017)], although the user could employ Atlas within a Jupyter notebook and use pyViPR ( Ortega and Lopez, 2020) to visualize the model structure. También, Atlas relies on the user to obtain formatted data to model interactions, in contrast to INDRA ( Gyori et al., 2017), which can use natural language processing to read information and reconstruct models. In turn, Atlas can model metabolism, transcription and translation, as well as widespread protein–protein interactions found in signaling pathways that INDRA ( Gyori et al., 2017) and KAMI ( Harmer et al., 2019) can model.

Finally, the models and the Atlas software are extensible, for instance, to model cooperative behavior not currently supported. The utilization of the law of mass action for the metabolic network (and other reactions) limits the utility of the resulting RBMs in the current form, but exporting to BNGL or kappa leverages this imposition, as they support mathematical expressions as reaction rates. However, we expect to extend Atlas to consider enzyme–metabolite interactions and describe the detailed mechanisms of enzyme reactions ( Saa and Nielsen, 2017) and allosteric regulations of metabolic activity, as well as to model the assembly of ribosomes ( Davis et al., 2016 Gupta and Culver, 2014 Shajani et al., 2011). Notably, Atlas is already compatible with metabolic and interaction data from eukaryotes and we obtained a model from data for 1991 metabolic reactions of the yeast Saccharomyces cerevisiae from BioCyc. In addition, we expect further interoperability with INDRA models of signaling pathways to model protein modifications, such as phosphorylation and the collaboration from researchers. With collaboration in mind, we shared the developed models in this work at https://github.com/networkbiolab/atlas/tree/master/examples.


23.1: Gene regulation: Bacterial - Biology

The DNA of prokaryotes is organized into a circular chromosome supercoiled in the nucleoid region of the cell cytoplasm. Proteins that are needed for a specific function are encoded together in blocks called operons. For example, all of the genes needed to use lactose as an energy source are coded next to each other in the lactose (or lac) operon.

In prokaryotic cells, there are three types of regulatory molecules that can affect the expression of operons: repressors, activators, and inducers. Represores are proteins that suppress transcription of a gene in response to an external stimulus, whereas activators son proteínas que aumentan la transcripción de un gen en respuesta a un estímulo externo. Finalmente, inducers son pequeñas moléculas que activan o reprimen la transcripción según las necesidades de la célula y la disponibilidad de sustrato.

Los resultados del aprendizaje

Understand the basic steps in gene regulation in prokaryotic cells

In bacteria and archaea, structural proteins with related functions—such as the genes that encode the enzymes that catalyze the many steps in a single biochemical pathway—are usually encoded together within the genome in a block called an operón and are transcribed together under the control of a single promotor. This forms a polycistronic transcript (Figure 1). The promoter then has simultaneous control over the regulation of the transcription of these structural genes because they will either all be needed at the same time, or none will be needed.

Figure 1. In prokaryotes, structural genes of related function are often organized together on the genome and transcribed together under the control of a single promoter. The operon’s regulatory region includes both the promoter and the operator. If a repressor binds to the operator, then the structural genes will not be transcribed. Alternatively, activators may bind to the regulatory region, enhancing transcription.

French scientists François Jacob (1920–2013) and Jacques Monod at the Pasteur Institute were the first to show the organization of bacterial genes into operons, through their studies on the laca operón de E. coli. They found that in E. coli, all of the structural genes that encode enzymes needed to use lactose as an energy source lie next to each other in the lactose (or laca) operon under the control of a single promoter, the laca promotor. For this work, they won the Nobel Prize in Physiology or Medicine in 1965.

Each operon includes DNA sequences that influence its own transcription these are located in a region called the regulatory region. The regulatory region includes the promoter and the region surrounding the promoter, to which transcription factors, proteins encoded by regulatory genes, can bind. Transcription factors influence the binding of Polimerasa de ARN to the promoter and allow its progression to transcribe structural genes. A repressor is a transcription factor that suppresses transcription of a gene in response to an external stimulus by binding to a DNA sequence within the regulatory region called the operador, which is located between the RNA polymerase binding site of the promoter and the transcriptional start site of the first structural gene. Repressor binding physically blocks RNA polymerase from transcribing structural genes. Conversely, an activador is a transcription factor that increases the transcription of a gene in response to an external stimulus by facilitating RNA polymerase binding to the promoter. Un inducer, a third type of regulatory molecule, is a small molecule that either activates or represses transcription by interacting with a repressor or an activator.

Other genes in prokaryotic cells are needed all the time. These gene products will be expresado constitutivamente, or turned on continually. Most consitutively expressed genes are “housekeeping” genes responsible for overall maintenance of a cell.


Art Connection

Transcripción del laca El operón se regula cuidadosamente para que su expresión solo se produzca cuando la glucosa es limitada y la lactosa está presente para servir como fuente de combustible alternativa.

En E. coli, los trp operón está activado por defecto, mientras que el laca el operón está apagado. ¿Por qué crees que es así?

Si no hay glucosa, entonces CAP puede unirse a la secuencia del operador para activar la transcripción. Si no hay lactosa, el represor se une al operador para evitar la transcripción. Si se cumple alguno de estos requisitos, la transcripción permanece desactivada. Solo cuando se cumplen ambas condiciones es laca operon transcribed (Table).

Señales que inducen o reprimen la transcripción del laca Operón
GlucosaCAP se uneLactoseEl represor se une Transcripción
+--+No
+-+-Algunos
-+-+No
-++-


The regulation of gene expression in prokaryotic cells occurs at the transcriptional level. There are three ways to control the transcription of an operon: repressive control, activator control, and inducible control. Repressive control, typified by the trp operon, uses proteins bound to the operator sequence to physically prevent the binding of RNA polymerase and the activation of transcription. Therefore, if tryptophan is not needed, the repressor is bound to the operator and transcription remains off. Activator control, typified by the action of CAP, increases the binding ability of RNA polymerase to the promoter when CAP is bound. In this case, low levels of glucose result in the binding of cAMP to CAP. CAP then binds the promoter, which allows RNA polymerase to bind to the promoter better. In the last example—the laca operon—two conditions must be met to initiate transcription. Glucose must not be present, and lactose must be available for the laca operon to be transcribed. If glucose is absent, CAP binds to the operator. If lactose is present, the repressor protein does not bind to its operator. Only when both conditions are met will RNA polymerase bind to the promoter to induce transcription.

Figure In E. coli, los trp operón está activado por defecto, mientras que el laca el operón está apagado. Why do you think that this is the case?

Figure Tryptophan is an amino acid essential for making proteins, so the cell always needs to have some on hand. However, if plenty of tryptophan is present, it is wasteful to make more, and the expression of the trp receptor is repressed. Lactose, a sugar found in milk, is not always available. It makes no sense to make the enzymes necessary to digest an energy source that is not available, so the laca operon is only turned on when lactose is present.


Ver el vídeo: Operones y regulación génica en las bacterias. Biología. Khan Academy en Español (Octubre 2022).